PREFAZIONE
Lo sviluppo della biologia moderna ha portato ad un ruolo crescente dell’educazione biologica nella scuola secondaria. Per gli studenti delle scuole superiori è consigliato l'insegnamento facoltativo “Fisiologia vegetale con fondamenti di microbiologia”. Lo scopo del corso facoltativo è quello di espandere, approfondire e consolidare la conoscenza degli studenti sui processi vitali di base che si verificano in un organismo vegetale, sviluppare il loro interesse per il lavoro sperimentale e dotarli di abilità pratiche. Le lezioni facoltative sono una delle forme di orientamento professionale per gli scolari.
Nella compilazione di questo manuale, gli autori si sono posti il ​​compito di aiutare un insegnante di biologia nella selezione degli esperimenti sulla fisiologia vegetale e nella conduzione degli esperimenti. Descrivendo un numero abbastanza elevato di lavori, gli autori presuppongono che l'insegnante utilizzi solo quelli che possono essere completati tenendo conto del livello di preparazione degli studenti e delle capacità finanziarie della scuola. Alcuni lavori possono essere svolti come attività di laboratorio nelle lezioni di biologia generale e botanica o utilizzati per dimostrazioni.
Tutti gli esperimenti sono comprensibili agli studenti e possono essere facilmente eseguiti in un ambiente scolastico sotto la guida di un insegnante in 2 ore di lezione. Il lavoro relativo alla coltivazione di piante o microrganismi è progettato per due classi. La maggior parte degli esperimenti sono stati testati dagli autori nel lavoro con gli studenti o con gli studenti durante la pratica didattica; in alcuni casi le descrizioni sono state prese in prestito da fonti letterarie.
Gli autori sono sinceramente grati ai revisori Prof. PA Genke Liu prof. N. N. Ovchinnikov e il Candidato di Scienze Pedagogiche G. G. Manke per i commenti penetranti e i suggerimenti volti a migliorare il manoscritto.

INTRODUZIONE
Per condurre lavori sperimentali sulla fisiologia vegetale in una scuola secondaria è necessario un laboratorio adeguatamente attrezzato. È auspicabile che sia posizionato con finestre sul lato soleggiato, abbia luce naturale e una temperatura più o meno costante per la normale crescita delle piante. Il laboratorio deve essere dotato di acqua corrente (se non c'è acqua corrente, vengono installati grandi recipienti per l'acqua con rubinetti o tubi di gomma con fascette), drenaggio e cablaggio elettrico che consenta l'utilizzo di una lampada di proiezione, termostato e dispositivi di riscaldamento. Inoltre, molto spesso in inverno, gli esperimenti sulla fisiologia delle piante verdi non possono essere completati completamente a causa della mancanza di luce e calore naturali. In questo caso, l'illuminazione e il riscaldamento aggiuntivi sono forniti dall'elettricità. Il laboratorio deve essere dotato di una cassetta di pronto soccorso con i materiali necessari per il primo soccorso.
Una parte significativa delle lezioni facoltative si svolge in inverno, quindi vengono utilizzate piante da erbario da interni e materiale fisso.
Il completamento di qualsiasi lavoro consiste nelle seguenti fasi: 1) lettura del libro di testo1 e altra letteratura; 2) preparazione dei reagenti per apparecchiature di vetreria, ecc.; 3) padroneggiare il metodo di ricerca utilizzato; 4) preparazione della pianta (oggetto della ricerca); 5) condurre l'esperimento; 6) redazione di una relazione.
Particolare attenzione deve essere prestata all'organizzazione del lavoro e alla cultura del lavoro. A tal fine, il posto di lavoro è preparato con cura. L'attrezzatura e i materiali necessari, i reagenti etichettati, i coloranti e i quaderni sono disposti sul tavolo nell'ordine più razionale. Le annotazioni chiare e concise vengono effettuate su un taccuino (non su fogli di carta separati) in modo che sia facile controllare tutte le voci e i calcoli. Si consiglia di aderire a un determinato sistema nelle registrazioni. Per ogni opera indicare la data (se l'opera viene eseguita in un lungo periodo di tempo è necessario indicarne l'inizio e la fine), il nome esatto, lo scopo, il progetto ed un breve riassunto del lavoro, i risultati del lavoro, la conclusione e il significato del fenomeno studiato. Le conclusioni dovrebbero essere supportate da prove sotto forma di schizzi di piante essiccate e incollate, dati digitali, fotografie, tabelle, diagrammi, ecc.
Quando si organizza il lavoro sperimentale, gli esperimenti vengono solitamente condotti in triplice copia e, insieme agli impianti sperimentali, devono avere impianti di controllo. Tutte le piante sono collocate in condizioni assolutamente identiche. E solo il fattore la cui influenza è studiata sperimentalmente è escluso dalle condizioni in cui sono poste le piante di controllo. Molti esperimenti sono lunghi, quindi l'inizio e la fine dell'esperimento dovrebbero essere effettuati durante l'orario di lezione; le osservazioni intermedie dovrebbero essere effettuate al di fuori dell'orario di lezione. Vengono eseguiti numerosi lavori con piantine ottenute facendo germinare i semi in anticipo per 1-2 settimane. I bulbi germinano in 2-3 settimane.
Raccomandiamo di condurre le lezioni utilizzando il metodo del gruppo frontale, ovvero il gruppo studia un processo ma su oggetti diversi. Si discutono i dati ottenuti e si traggono le conclusioni. Al termine del lavoro gli studenti dovranno... acquisire competenze nella produzione indipendente
1 Genkel P. A. Fisiologia vegetale. M.1970 1974.
esperimenti di fisiologia vegetale: essere in grado di elaborare un piano per condurre un esperimento con attenzione ed esattamente nei tempi previsti secondo il piano, effettuare osservazioni, effettuare misurazioni e calcoli accurati, redigere un diario, creare grafici, diagrammi, tabelle che dimostrino il risultati dell'esperimento, trarre conclusioni.

Elenco della letteratura consigliata
Viktorov D.P. Piccolo seminario sulla fisiologia vegetale. M. "Scuola Superiore" 1969.
Genkel P. A. Microbiologia con le basi della virologia. M. "Illuminismo" 1974.
Genkel PA Fisiologia vegetale. M. "Illuminismo" 1975.
Genkel P. A. Fisiologia vegetale (corso facoltativo). M. “Illuminismo” 1970 1974.
La vita delle piante in 6 volumi. T. 1 2 3. M. “Illuminismo” 1974 1976 1977.
Kursanov LI et al.Botanica. T. 1. Anatomia e morfologia delle piante. M. "Illuminismo" 1966.
Skazkin FD et al. Workshop sulla fisiologia vegetale. M. “Scienza sovietica” 1953.
Travkin M.P. Divertenti esperimenti con le piante. M. Uchpedgiz 1960.
Cheremis e nov N.A. Boeva ​​​​L.I. Semikhatova O.A. Workshop sulla microbiologia. M. "Scuola Superiore" 1967.

Ramo Balashovsky

loro. N. G. Chernyshevskij

M.A.Zanina

FISIOLOGIA VEGETALE

Manuale didattico e metodologico

Balashov 2005

UDC 58

BBK 28.57

Revisori:

Dottore in Scienze Biologiche, prof

Università statale di Brjansk

V. B. Lyubimov;

loro. N. G. Chernyshevskij

EB Smirnova;

Candidato di scienze agrarie, professore associato della filiale di Balashov

Università statale di Saratov

loro. N. G. Chernyshevskij

Filiale Balashov dell'Università statale di Saratov

loro. N. G. Chernyshevskij.

Zanina, M.A.

Z27 Fisiologia vegetale: metodo educativo. manuale per gli studenti del dipartimento di corrispondenza della Facoltà di Ecologia e Biologia / M. A. Zanina. - Balashov: casa editrice Nikolaev, 2005. - 64 p.

ISBN 5-94035-225-1

Il manuale didattico e metodologico è destinato agli studenti del dipartimento di corrispondenza della Facoltà di Ecologia e Biologia. Questo manuale include un breve riassunto teorico delle principali sezioni del programma in fisiologia vegetale, lavoro di laboratorio per ciascuna sezione e domande del test.

Il manuale può anche essere utile per gli insegnanti scolastici quando dimostrano esperimenti nelle lezioni e nelle attività extrascolastiche, nonché nel lavoro in circolo in biologia.

UDC 58

BBK 28.57

ISBN 5-94035-222-1 © Zanina M.A., 2005

Sommario

Introduzione................................................. ...................................................... .................... 5

Argomento 1. FONDAMENTI DI FISIOLOGIA CELLULARE

1.1. Ingresso di sostanze nella cellula............................................ .........................7

1.2. Metabolismo ed energia nella cellula............................................ ....... .............. undici

Argomento 2. REGIME IDRICO DELLE PIANTE

2.1. Caratteristiche generali del metabolismo dell'acqua in un organismo vegetale..... 12

2.2. Ingresso acqua nell'impianto............................................ .................................. 13

2.3. Movimento dell’acqua attraverso la pianta............................................ ............................13

2.4. Traspirazione dell’acqua da parte delle foglie............................ ................... ................... 14

Argomento 3. FOTOSINTESI

3.1. Equazione generale della fotosintesi............................................ ..................... 16

3.2. Pigmenti plastidi................................................ ....................................17

3.3. Fasi luminose e oscure della fotosintesi............................................ ........ ....19

3.4. Ecologia della fotosintesi............................................ ........................................21

Argomento 4. RESPIRAZIONE DELLE PIANTE

4.1. Trasformazione delle sostanze in una pianta e respirazione................................................ ........24

4.2. Fattori che influenzano il processo respiratorio............................................ .................... ...25

4.3. Respirazione aerobica e anaerobica............................................ ..............................27

4.4. Fermentazione................................................. .................................................... ......27

4.5. Respirazione e fermentazione in una presentazione moderna............................................ ........29

Argomento 5. NUTRIZIONE MINERALE DELLE PIANTE............................................ ........32

5.1. Composizione chimica delle piante................................................ .................................... 32

5.2. Il ruolo dell’azoto nella nutrizione del suolo delle piante.................................. ........... .33

5.3. Il ruolo dei macroelementi delle ceneri nella nutrizione minerale delle piante..... 35

5.4. Il ruolo dei microelementi nella nutrizione minerale delle piante................................. 37

Argomento 6. CRESCITA, SVILUPPO E MOVIMENTO DELLE PIANTE

6.1. Concetti generali sulla crescita e lo sviluppo delle piante................................. .......38

6.2. Regolatori della crescita................................................... ............................................................ 39

6.3. Inibitori della crescita................................................ .................................... 40

6.4. L’influenza delle condizioni esterne sulla crescita................................................ ............41

6.5. Periodicità di crescita delle piante............................................ .................................... 42

6.6. Movimenti delle piante.................................... ....................................43

SEZIONE 2. ESERCITAZIONI DI LABORATORIO............................................ ......... 45

Lavoro di laboratorio n. 1. Confronto della permeabilità della membrana delle cellule vive e morte 45

Lavoro di laboratorio n. 2. Turgore, plasmolisi e deplasmolisi................................ 45

Lavoro di laboratorio n. 3. Determinazione della traspirazione con il metodo gravimetrico 46

Lavoro di laboratorio n. 4. Osservazione del movimento stomatico................................. 47

Lavoro di laboratorio n. 5. Prodotti della fotosintesi............................................. .....47

Lavoro di laboratorio n. 6. Ottenimento di pigmenti da estratti alcolici di foglie e loro separazione 48

Lavoro di laboratorio n. 7. Rilevazione della respirazione delle piante................................. 50

Lavoro di laboratorio n. 8. Determinazione dell'intensità della respirazione in tazze Conway 50

Lavoro di laboratorio n. 9. L'importanza dei vari elementi per le piante 51

Lavoro di laboratorio n. 10. Zona di crescita delle radici................................. ........53

Lavoro di laboratorio n. 11. L'influenza della temperatura e della luce sul tasso di crescita delle piante 54

Lavoro di laboratorio n. 12. Influenza reciproca delle piante coltivate e delle piante infestanti 55

Elenco della letteratura di base.................................... .................................... 56

Elenco della letteratura aggiuntiva................................................ .................... 56

APPLICAZIONI.................................................... ...................................................... .............58

La fisiologia vegetale è la scienza dell'attività funzionale degli organismi vegetali. Come hanno notato J.B. Boussingault e K.A. Timiryazev, la conoscenza delle leggi fondamentali della vita vegetale rende la fisiologia vegetale la base teorica dell'agricoltura razionale.

Lo studio della fisiologia vegetale è di grande importanza per un insegnante di scuola secondaria, poiché la conoscenza della vita vegetale aiuta a svolgere il lavoro nel sito di formazione e di sperimentazione al livello adeguato. Solo studiando la vita di una pianta si può comprendere il suo ruolo cosmico, valutare il processo di fotosintesi come produttore di materia organica sul pianeta, il ruolo degli ormoni della crescita e delle sostanze fisiologicamente attive, l'interazione delle piante e una serie di altri aspetti . Dopo aver studiato le leggi fondamentali della vita vegetale in un corso teorico, nelle lezioni pratiche il futuro insegnante padroneggerà la metodologia di organizzazione degli esperimenti, che gli è estremamente necessaria quando conduce un corso di botanica al liceo.

Questo manuale "Fisiologia vegetale" è destinato agli studenti della specialità 050102 "Biologia" del dipartimento di corrispondenza della Facoltà di Ecologia e Biologia. Contiene la storia della formazione delle idee individuali, una descrizione di esperimenti classici e semplici esperimenti che aiuteranno a dimostrare chiaramente le leggi naturali fondamentali.

Durante il corso, gli studenti dovere:

Conoscere le caratteristiche fisiologiche dell'organismo vegetale;

Possedere un sistema di conoscenza sui modelli di crescita e sviluppo degli organismi vegetali, essere in grado di applicare questa conoscenza;

Padroneggiare i metodi di ricerca di base delle scienze biologiche.

Il manuale comprende un breve riassunto teorico delle principali sezioni del programma sulla fisiologia vegetale, domande per l'autotest, lavoro di laboratorio su ciascun argomento, compiti per la pratica sul campo e domande per l'esame.

Il corso teorico è presentato dagli argomenti: "Fisiologia della cellula vegetale", "Regime idrico delle piante", "Fotosintesi", "Respirazione delle piante", "Nutrizione minerale delle piante", "Crescita e sviluppo delle piante". Vengono brevemente discussi i principi fondamentali che determinano le caratteristiche specifiche delle piante verdi, distinguendole dalle altre forme di esseri viventi.

Le lezioni di laboratorio in fisiologia vegetale servono a consolidare e ampliare le conoscenze degli studenti nel corso teorico. Abbiamo conservato opere che sono diventate dei classici. Oltre a questo, il manuale include lavori testati presso il Dipartimento di Biologia ed Ecologia dell'Università statale federale bielorussa. Per ogni lavoro viene fornito l'elenco dei materiali e delle attrezzature, la descrizione del suo stato di avanzamento e le istruzioni per la rendicontazione dei risultati. Le competenze sperimentali acquisite in aula potranno essere utilizzate anche dai docenti della scuola secondaria per condurre esperimenti nelle lezioni di botanica e biologia generale.

L'appendice contiene compiti per la pratica sul campo, opzioni per la prova finale e domande per l'esame di fisiologia vegetale.

2.1. Caratteristiche generali del metabolismo dell'acqua
organismo vegetale

L’acqua è il componente principale degli organismi vegetali. Il suo contenuto arriva fino al 90% del peso corporeo e partecipa direttamente o indirettamente a tutte le manifestazioni della vita. L’acqua è il mezzo in cui avvengono tutti i processi metabolici. Costituisce la parte principale del citoplasma, ne mantiene la struttura, la stabilità dei colloidi contenuti nel citoplasma e garantisce una certa conformazione delle molecole proteiche. L'elevato contenuto di acqua conferisce al contenuto cellulare (citoplasma) un carattere mobile. L'acqua partecipa direttamente a molte reazioni chimiche. Tutte le reazioni di idrolisi e numerose reazioni redox avvengono con la sua partecipazione.

La corrente d'acqua fornisce la comunicazione tra i singoli organi vegetali. I nutrienti si muovono in tutta la pianta in forma disciolta. La saturazione con acqua (turgore) garantisce la forza dei tessuti, la conservazione della struttura delle piante erbacee e un certo orientamento degli organi vegetali nello spazio. La crescita cellulare nella fase di allungamento avviene principalmente a causa dell'accumulo di acqua nel vacuolo.

Pertanto, l'acqua garantisce il verificarsi di processi metabolici, interazioni correlate e connessione dell'organismo con l'ambiente. Per il normale funzionamento la cella deve essere satura d'acqua.

2.2. Acqua che entra nella pianta

La pianta riceve l'acqua dal terreno. L'acqua in una pianta si trova sia nello stato libero che in quello legato. Gratuito l'acqua si muove facilmente, entra in varie reazioni biochimiche, evapora durante la traspirazione e congela a basse temperature. Imparentato l'acqua ha proprietà fisiche alterate a causa dell'interazione con componenti non acquosi. Queste interazioni rappresentano processi di idratazione e di conseguenza l'acqua legata è chiamata acqua di idratazione. Esistono due principali processi di idratazione: 1) attrazione dei dipoli d'acqua verso particelle cariche; 2) la formazione di legami idrogeno con gruppi polari di sostanze organiche - tra l'idrogeno dell'acqua e gli atomi DI E N .

L'acqua che idrata le particelle colloidali (principalmente proteine) è detta legata colloidalmente, mentre l'acqua che idrata i soluti (sali minerali, zuccheri, acidi organici, ecc.) è detta legata osmoticamente.

L'utilizzo dell'acqua da parte di una pianta dipende anche dalla struttura del terreno. Una struttura finemente grumosa con buone condizioni aria-acqua è la migliore. Al suo interno crescono bene i peli radicali, attraverso i quali l'acqua entra nella pianta. Per penetrare nella cellula ciliata della radice, l'acqua deve passare attraverso la sua parete.

2.3. Movimento dell'acqua attraverso la pianta

L'assorbimento dell'acqua da parte dell'apparato radicale avviene principalmente da parte delle cellule della zona di allungamento e della zona dei peli radicali. Dalla radice dei capelli, l'acqua si muove attraverso le cellule della corteccia primaria nel cilindro centrale.

L'acqua entra nei recipienti ad una certa pressione, che può essere rilevata attraverso il seguente esperimento. Se in primavera, quando le foglie non sono ancora apparse, tagli il gambo, ci metti sopra un tubo di gomma con dentro un tubo di vetro, dopo un po 'apparirà del liquido. Viene pompato dalle radici. Utilizzando un manometro, è possibile determinare la pressione alla quale il liquido entra nei vasi. Questo rilascio di acqua dovuto alla pressione delle radici viene chiamato stiamo piangendo impianti. È facile rilevarlo in primavera sull'uva e sulle betulle se si rompe un ramoscello. Il succo che viene rilasciato si chiama linfa. Contiene zucchero (1,5-3%), acidi organici, sostanze azotate e ceneri.

Il rilascio di goccioline d'acqua dalle foglie sotto l'influenza della pressione radicale può essere osservato in climi caldi e umidi nelle fragole, nei mantelli, nei nasturzi e in alcune altre piante. Sugli spicchi delle foglie si formano gocce d'acqua che vengono rilasciate attraverso gli idatodi (stomi d'acqua). Questo fenomeno si chiama guttazione .

Se metti le piantine di cereali sotto una copertura di vetro e le innaffia bene, vedrai presto gocce d'acqua sulle punte delle foglie, rilasciate sotto l'influenza della pressione delle radici.

Quindi, la pressione radicale è il motore inferiore del flusso d’acqua nella pianta. La sua magnitudine è piccola (23 atmosfere). Negli alberi, la pressione radicale può essere rilevata solo in primavera, quando c'è molta acqua nel terreno e le foglie non si sono ancora formate.

2.4. Traspirazione dell'acqua da parte delle foglie

L'evaporazione avviene da qualsiasi superficie dell'acqua: la transizione dell'acqua dallo stato liquido allo stato di vapore. Questo è un fenomeno fisico. Le foglie della pianta sono sature d'acqua. L'acqua evapora costantemente dalla loro superficie (soprattutto attraverso gli stomi), ma questo sarà un fenomeno biologico legato all'organismo vegetale e alle sue caratteristiche. È chiamato traspirazione. Grazie alla traspirazione, nelle cellule superficiali della foglia si crea una forza di aspirazione (pari a circa 0,1 atm) che attirerà l'acqua dalle cellule vicine, e così via, fino ai vasi. In questo modo si crea nell'impianto un motore superiore del flusso d'acqua. Negli alberi la forza di suzione delle foglie raggiunge le 20 atm, nelle piante erbacee le 2-3 atm. Questa forza di aspirazione costringe l'acqua dalle radici a salire attraverso lo xilema, principalmente attraverso i vasi - tubi cavi. Le colonne d'acqua nei vasi non si rompono a causa della forza di adesione delle particelle d'acqua tra loro e alle pareti dei vasi. Questa forza può raggiungere le 300 atm.

Pertanto, il movimento dell'acqua dal suolo attraverso la pianta è determinato da tre forze: la pressione delle radici, la forza di aspirazione delle foglie e la forza di adesione delle particelle d'acqua. La traspirazione avviene sia in estate che in inverno; la caduta delle foglie in autunno è una caratteristica adattativa delle piante per ridurre la traspirazione, poiché in inverno l'approvvigionamento idrico da parte delle radici dal terreno ghiacciato è molto difficoltoso. Il vento aumenta la traspirazione.

Distinguere stomatico E traspirazione cuticolare. La prima volta è 20 volte più intensa della seconda.

Il processo di traspirazione stomatica può essere suddiviso nelle seguenti fasi:

1) La transizione dell'acqua dalle membrane cellulari, dove si trova allo stato liquido-goccia, negli spazi intercellulari. Questo è il vero processo di evaporazione. In questa fase la pianta è in grado di regolare il processo di traspirazione (traspirazione extrastomatica). L'acqua evapora dai capillari. Quando c’è abbastanza acqua nelle cellule, le membrane cellulari sono sature d’acqua e le forze di tensione superficiale si indeboliscono. In questo caso, le molecole d'acqua si staccano facilmente e passano allo stato di vapore, riempiendo gli spazi intercellulari. Quando il contenuto di acqua diminuisce, le forze di tensione superficiale aumentano e l’acqua viene trattenuta nelle membrane cellulari con maggiore forza. Di conseguenza, il tasso di evaporazione è ridotto. Pertanto, già nella prima fase, la pianta evapora, meno acqua è contenuta.

2) Il rilascio del vapore acqueo dagli spazi intercellulari attraverso le fessure stomatiche. Non appena una parte del vapore acqueo lascia gli spazi intercellulari attraverso le fessure stomatiche, questa carenza viene ora compensata dall'evaporazione dell'acqua dalla superficie delle cellule. Pertanto, il grado di apertura stomatica è il principale meccanismo che regola il tasso di traspirazione. In questa fase entra in gioco la regolazione stomatica della traspirazione. Quando manca l'acqua nella foglia, gli stomi si chiudono automaticamente.

3) Diffusione del vapore acqueo dalla superficie della foglia agli strati più distanti dell'atmosfera. Questa fase è regolata solo dalle condizioni ambientali.

È noto che una pianta di mais fa evaporare 150 kg di acqua durante la stagione di crescita, il girasole - 200 kg, i piselli - 4 kg. Un ettaro di campo perde circa 2000-2500 tonnellate di acqua durante la stagione di crescita.

La traspirazione è necessaria alla pianta, poiché grazie ad essa la pianta riceve i minerali di cui ha bisogno e le foglie non si surriscaldano.

Viene chiamata la quantità di acqua evaporata da 1 m2 di superficie fogliare in 1 ora tasso di traspirazione .

Pochissima acqua che passa attraverso la pianta viene utilizzata per formare materia organica. È solo lo 0,2% e il 99,8% evapora. Si chiama la quantità di acqua necessaria ad una pianta per creare 1 g di sostanza secca coefficiente di traspirazione. Il suo valore varia da 300 a 1000 g, per il mais è 233, per i piselli - 416, per il grano saraceno - 578, per le patate - 636.

Il coefficiente di traspirazione può variare in base alle condizioni esterne: umidità dell'aria, temperatura, umidità del terreno, luce, vento.

Un'altra unità di confronto tra piante a questo proposito sarebbe produttività della traspirazione- il numero di grammi di sostanza secca formati dall'evaporazione di 1 litro (1000 g) di acqua. Molto spesso sono 3-5 g.

Traspirazione relativa- il rapporto tra l'acqua evaporata da una foglia e l'acqua evaporata da una superficie d'acqua libera della stessa area nello stesso periodo di tempo.

Economia della traspirazione- la quantità di acqua evaporata (in mg) per unità (1 kg) di acqua contenuta nella pianta.

Domande per l'autocontrollo

1. Quali sostanze entrano nella pianta con una corrente ascendente? Quali sono le cause della corrente ascendente?

2. Come si muove la materia organica nella pianta?

3. Cos'è la traspirazione, da cosa dipende?

4. Cos'è chiamato coefficiente di traspirazione? A cosa equivale approssimativamente?

5. Cosa provoca la traspirazione?

6. Quali esperimenti dimostrano l'esistenza della pressione radicale?

7. Quale esperimento mostra l'effetto di suzione delle foglie?

8. Cosa succede quando esegui un taglio circolare su un ramo di un albero?

Lettura consigliata: [ 3 ] , [ 4 ] , [ 6 ] , [ 11 ] , [ 12 ] , [ 13 ] .

3.1. Equazione generale della fotosintesi

La fotosintesi è il processo di trasformazione dell'energia luminosa assorbita dal corpo in energia chimica di composti organici. Il ruolo principale in questo processo è svolto dall'uso dell'energia luminosa per ridurre la CO 2 al livello dei carboidrati. Tuttavia, durante la fotosintesi, il solfato o il nitrato possono essere ridotti e si può formare H 2; L'energia luminosa viene spesa anche per il trasporto di sostanze attraverso le membrane e altri processi. Pertanto, si parla spesso della funzione fototrofica della fotosintesi, ovvero dell'uso dell'energia luminosa in varie reazioni in un organismo vivente. La fotosintesi viene effettuata da piante superiori, alghe e alcuni batteri. Svolge un ruolo decisivo nel settore energetico della biosfera.

La fotosintesi è descritta dalle seguenti equazioni:

4H 2 O ® 4OH - - 4e - +4H + ® 2H 2 O + O 2 + 4H +

2NADP + 4e - + 2H + ® 2NADP×H

2H + + 2NADP×H + CO 2 ®2NADP +H 2 O + CH 2 O

Tutti gli organismi viventi respirano, cioè assorbono ossigeno e rilasciano anidride carbonica e acqua. In questo caso avviene la decomposizione delle sostanze organiche e il rilascio dell'energia necessaria alla vita di ciascuna cellula dell'intera pianta.

L'equazione generale della respirazione: C 6 H 12 O 6 + 6O 2 ® 6CO 2 + 6H 2 O.

Questa formula caratterizza i momenti iniziali e finali del processo respiratorio. In realtà, questo processo è in più fasi. Consiste in una serie di reazioni redox sequenziali.

Quindi, per la respirazione è necessaria la materia organica, che include una fornitura di energia potenziale e ossigeno.

4.1. Metamorfosi delle sostanze nelle piante e respirazione

Le sostanze organiche necessarie alla respirazione sono principalmente carboidrati, proteine ​​e grassi. Un tipico composto ossidato durante la respirazione è il glucosio. La sostanza energeticamente più favorevole alla respirazione è il grasso. 1 g di grasso quando ossidato in CO 2 e H 2 O fornisce 9,2 kcal, proteine ​​- 5,7 kcal, carboidrati - 4 kcal. Il processo di conversione della sostanza organica originaria in sostanze più semplici e quindi in CO 2 e H 2 O richiede un gran numero di enzimi diversi.

I volumi di anidride carbonica rilasciata durante la respirazione e l'ossigeno assorbito, a giudicare dall'equazione, dovrebbero essere uguali. Il rapporto tra CO 2: O 2 è chiamato coefficiente respiratorio. Se il materiale respiratorio iniziale è lo zucchero, questo coefficiente è solitamente pari a 1.

Nel caso in cui il materiale di partenza siano grassi o proteine, la cui ossidazione richiede più ossigeno dall'aria, il coefficiente respiratorio scenderà a 0,7-0,8.

Ad esempio, se la sostanza iniziale è l'acido stearico, il processo di respirazione seguirà l'equazione generale:

C18H36O2 + 2602® 18CO2 + 18H2O.

Qui il coefficiente respiratorio sarà 18:26 = 0,69.

Se la sostanza di partenza sono composti ricchi di ossigeno, la loro ossidazione richiederà meno ossigeno atmosferico e il coefficiente respiratorio aumenterà.

Quindi, quando si respira a causa dell'acido ossalico, l'equazione assumerà la seguente forma:

2C2O4H2+O2®4CO2+2H2O.

Il coefficiente respiratorio sarà 4: 1 = 4.

Maggiore è il coefficiente respiratorio, minore è l'effetto termico e viceversa. Pertanto, grassi e proteine ​​hanno un equivalente calorico più elevato.

La respirazione in diversi organi vegetali può essere paragonata al rilascio di CO 2 per 1 g di sostanza secca per unità di tempo ad una determinata temperatura, cioè all'intensità del processo respiratorio.

È stato stabilito che gli organi in crescita respirano più intensamente di quelli non in crescita. I semi, i fiori, i frutti e il micelio dei funghi in germinazione respirano più intensamente di altri organi.

La fotosintesi e la respirazione possono essere considerate due processi opposti. Se entrambi i processi avvengono con la stessa intensità nella pianta, non si verificherà alcun accumulo di materia organica. Con tempo nuvoloso e freddo questo fenomeno può verificarsi. L'intensità della luce alla quale la quantità di materia organica creata durante la fotosintesi è uguale alla quantità spesa per la respirazione è chiamata punto di compensazione. Per le piante in ombra e in luce il punto di compensazione sarà diverso.

4.2. Fattori che influenzano il processo respiratorio

Il processo di respirazione è influenzato dalla temperatura, dall'umidità, dalla presenza di sostanze tossiche e di agenti fisici, dal contenuto di ossigeno nell'aria.

Temperatura. L'influenza della temperatura sui processi vitali è soggetta alla regola di Van't Hoff. Per ogni aumento di 10°C della temperatura, la velocità del processo raddoppia. Questa accelerazione è chiamata coefficiente di temperatura (Q 10). È circa 2. La legge di Van't Hoff è valida fino a 40 °C. La respirazione nelle piante avviene entro un intervallo di temperature abbastanza ampio.

Nelle piante svernanti la respirazione può essere rilevata anche a 20-25 °C sotto zero. La temperatura ottimale per la respirazione dei semi in germinazione è compresa tra 30 e 40 °C. Alla temperatura di 50°C la respirazione si arresta perché le proteine ​​citoplasmatiche coagulano.

Saturazione delle cellule con acqua. L'acqua è necessaria per il rigonfiamento dei colloidi citoplasmatici. I semi di orzo secchi (con il 10-12% di acqua igroscopica) emettono una quantità insignificante di anidride carbonica al giorno (0,3-0,4 mg). Quando il contenuto di acqua sale al 33% (rigonfiamento quasi completo), la quantità di CO 2 rilasciata raggiunge i 2 g e aumenta di circa 10.000 volte. Pertanto, conservare il grano con un contenuto di umidità superiore al 12-14% porta alla perdita di materia organica e alla germinazione. Il grano si scurisce e si deteriora (“brucia”).

Presenza di sostanze tossiche e agenti fisici. Sostanze come etere, cloroformio, sali neutri dei metalli alcalini e alcalino terrosi, a dosi elevate, provocano un rapido calo della respirazione dovuto all'avvelenamento della pianta. A piccole dosi hanno un effetto stimolante: la respirazione aumenta.

Anche l'esposizione all'elettricità, alle sostanze radioattive, agli sbalzi di temperatura o ai cambiamenti di luce e oscurità stimolano la respirazione.

Viene sostituita dalla respirazione anaerobica, cioè dalla respirazione senza accesso all'ossigeno libero.

Una mancanza di ossigeno è possibile anche all'interno di alcuni semi che hanno una buccia densa. L'anidride carbonica in essi accumulata agisce sui semi come anestetico (rendendoli insensibili). Senza perdere la germinazione, tali semi possono rimanere a lungo nel terreno senza germinare (molte erbe infestanti). Attualmente, la CO 2 viene utilizzata per conservare frutta e verdura.

4.3. Respirazione aerobica e anaerobica

La respirazione che utilizza l'ossigeno presente nell'aria è detta aerobica. In assenza di ossigeno nell'aria, un organismo vivente (pianta verde, animale) non muore immediatamente.

Per qualche tempo vive dell'ossigeno ottenuto dall'acqua e delle sostanze organiche presenti nell'organismo. Questo tipo di respirazione è chiamata anaerobica (priva di ossigeno). Con esso, la materia organica non si decompone in CO 2 e H 2 O, ma solo in alcool e anidride carbonica. Pertanto, viene rilasciata molta meno energia. La respirazione anaerobica procede secondo la seguente formula riassuntiva:

C 6 H 12 O 6 ® 2C 2 H 5 OH + 2CO 2 + 24 kcal.

Due molecole di alcol contengono energia potenziale pari a
650 kcal. La piccola quantità di energia ottenuta dalla respirazione anaerobica non consente al corpo di esistere a lungo e presto muore. Ricordiamo che il corpo ha bisogno di energia per tutti i processi vitali: crescita, movimento, riproduzione, movimento delle sostanze, ecc.

Durante la respirazione aerobica (o normale), l'ossidazione di una molecola di glucosio rilascia 686 kcal, ovvero 27 volte di più rispetto alle stesse condizioni durante la respirazione anaerobica.

4.4. Fermentazione

Fermentazione alcolica

La respirazione anaerobica, osservata in assenza di ossigeno nelle piante superiori, è un fenomeno normale per un numero di organismi inferiori. Si verifica in modo particolarmente vigoroso nel lievito. La loro respirazione anaerobica è chiamata fermentazione alcolica.

Pasteur dimostrò nel 1860 che la fermentazione alcolica è necessaria per i lieviti, poiché fornisce loro l'energia per esistere in un ambiente privo di ossigeno. Pasteur descrisse la fermentazione come “vita senza ossigeno”.

Solo i carboidrati con 3, 6 e 9 atomi di carbonio subiscono la fermentazione alcolica. Gli altri carboidrati devono prima essere convertiti in quelli sopra menzionati.

La formula totale per la fermentazione alcolica è simile alla formula per la respirazione anaerobica:

C 6 H 12 0 6 ® 2CO 2 + 2C 2 H 5 OH + 24 kcal.

Il lievito può esistere fino all'accumulo del 14-16% di alcol, quindi la gradazione dei vini d'uva non supera i 14-16 °C. Le bevande più forti non possono essere ottenute mediante fermentazione naturale. La loro produzione viene effettuata in modo diverso. La fermentazione alcolica viene utilizzata nella vinificazione, nella produzione della birra, nell'industria dell'alcol e nella panificazione.

Fermentazione acida

Tra gli altri tipi di fermentazione, i più importanti sono l'acido lattico, l'acido butirrico e l'acido acetico.

Fermentazione latticaè causata da batteri che decompongono lo zucchero in due particelle di acido lattico, liberando una piccola quantità di energia secondo la formula:

C6H12O6 = 2CH3CHONCOOH + 24kcal.

Questa reazione si verifica durante la normale acidificazione del latte. Può verificarsi anche con l'accesso all'ossigeno. Oltre alle sostanze contenenti carbonio, i batteri lattici necessitano per vivere di sostanze azotate e ceneri, nonché di vitamine.

La fermentazione dell'acido lattico viene utilizzata nella produzione di vari latticini (kefir, koumiss, acidophilus), vari formaggi, per marinare cavoli, cetrioli e per insilare il mangime.

Fermentazione dell'acido butirrico causata dai batteri dell’acido butirrico (del genere Clostridium). Decompongono lo zucchero per formare acido butirrico, anidride carbonica e idrogeno secondo la formula:

C 6 H 12 O 6 = CH 3 CH 2 CH 2 COOH + 2CO 2 + 2H 2 + 15 kcal.

Spesso la reazione viene leggermente modificata a causa della produzione di prodotti aggiuntivi.

Il processo avviene solo in completa assenza di ossigeno. Non solo gli esosi, ma anche altri composti subiscono la decomposizione.

Fermentazione dell'acido acetico consiste nell'ossidazione dell'alcool con l'ossigeno atmosferico. I suoi agenti causali sono alcuni batteri, lieviti e muffe.

Questa fermentazione può essere espressa dall'equazione:

CH3CH2OH + O2 = CH3COOH + H2O + 117 kcal.

La fermentazione dell'acido acetico è diversa dalle precedenti. Il prodotto di partenza qui è l'alcol etilico, non il glucosio. Inoltre questo tipo di fermentazione, sebbene provocata da organismi inferiori, richiede l'accesso all'ossigeno, cioè è simile alla respirazione delle piante superiori.

Poiché l'alcol etilico viene ossidato non in H 2 O e CO 2, ma in H 2 O e acido acetico, che a sua volta può ancora essere ossidato, vengono rilasciate solo 117 kcal.

La fermentazione dell'acido acetico provoca l'inacidimento della birra e del vino d'uva. Viene utilizzato per produrre aceto da vini d'uva deboli e alcol diluito.

4.5. Respirazione e fermentazione in una presentazione moderna

I processi di respirazione e fermentazione hanno collegamenti intermedi molto complessi associati alla formazione di molti prodotti intermedi. Per questo motivo questi processi sono strettamente correlati al metabolismo generale della pianta.

Come risultato di uno studio più approfondito della fermentazione alcolica, si è constatato che si tratta essenzialmente della prima fase della respirazione. Solo la seconda fase, dopo la formazione dell'acido piruvico, sarà diversa per entrambi i processi. La prima fase (comune) del processo di respirazione e del processo di fermentazione alcolica (respirazione anaerobica) è chiamata glicolisi. Implica la scomposizione del glucosio in acido piruvico. Inoltre, durante la respirazione, avviene una graduale trasformazione di quest'ultima in presenza di ossigeno in CO 2 e H 2 O con il rilascio (in totale) di 686 kcal di energia. Si chiama ciclo di Krebs. Durante la fermentazione l'acido piruvico in assenza di ossigeno si trasforma gradualmente in alcol e CO 2 liberando 24 kcal.

La glicolisi è caratterizzata dalla formazione di numerosi acidi organici, dalla partecipazione di numerosi enzimi e composti di fosforo con legami macroergici (ADP e ATP), quindi dalla nicotinammide adenina (NAD) - una sostanza necessaria per il funzionamento di alcuni enzimi, il coenzima A ( CoA) - un composto solfidrilico complesso che può legare temporaneamente alcune sostanze a se stessi.

L'ATP in una pianta si forma non solo nei cloroplasti, come accennato in precedenza, ma anche nei mitocondri, in presenza di ossigeno ed enzimi ossidativi. Questo metodo di produzione di ATP è chiamato fosforilazione ossidativa (in contrapposizione alla fosforilazione fotosintetica). La pianta riceve energia per la reazione ADP + H 3 PO 4 ® ATP + H 2 O attraverso il processo di respirazione, non attraverso il sole. Durante la transizione ATP®ADP, la pianta riceve 8-10 kcal, che vengono utilizzate per le reazioni endotermiche (che richiedono energia).

Per immaginare più chiaramente la complessità della glicolisi, consideriamo il corso delle successive trasformazioni del glucosio in acido piruvico:

Glucosio ® Glucosio-6-fosfato ® Fruttosio-1,6-difosfato ®
® 3-fosfoglicerico aldeide-1,3 ® acido difosfoglicerico ® acido 3-fosfoglicerico ® acido 2-fosfoglicerico ® acido fosfoenolpiruvico ® acido enolpiruvico ® acido piruvico.

L'acido piruvico risultante subisce trasformazioni nel ciclo di Krebs durante la respirazione, che possono essere rappresentate schematicamente dalla seguente trasformazione degli acidi:

ciclo di Krebs

L'acido ossalico-acetico risultante, dopo aver eliminato la CO 2, si trasforma nuovamente in acido piruvico. Se l'acido ossalico-acetico si combina con l'acido acetico, il risultato è l'acido citrico. Come risultato dell'aggiunta di acqua, della deidrogenazione (trasferimento di idrogeno), della decarbossilazione (eliminazione di CO 2) e dell'azione degli enzimi, subisce nuovamente trasformazioni in più fasi. Il ciclo di Krebs è spesso chiamato ciclo dell'acido citrico. Durante la trasformazione di alcuni acidi in altri, vengono rilasciati CO 2 e H 2 O. Il carbonio viene ossidato dall'ossigeno dell'acqua e non dall'ossigeno proveniente dall'ambiente esterno. Quest'ultimo ossida l'idrogeno rilasciato e forma acqua.

Alcuni acidi (fumarico, malico, ecc.), aggiungendo NH 3, forniscono aminoacidi per la formazione delle proteine. L'acido acetico può servire come materiale per la formazione di acidi grassi e grassi.

Tra la fase iniziale e quella finale del processo di respirazione si verificano tutta una serie di nuove formazioni di vari composti che possono essere utilizzati dalla pianta nel metabolismo.

L'acido piruvico (CH 3 COCOOH) subisce altre trasformazioni in condizioni anaerobiche. Sotto l'influenza di un enzima (decarbossilasi), da esso viene separata l'anidride carbonica e quindi si forma l'acetaldeide (CH 3 CHO). Aggiunge H (da NAD∙H 2) e si trasforma in alcol etilico (C 2 H 5 OH) - il prodotto finale della fermentazione alcolica dello zucchero.

Pertanto, la differenza tra respirazione aerobica e anaerobica avviene solo nella seconda fase, dopo la formazione dell'acido piruvico.

Domande per l'autocontrollo

1. Qual è l'essenza del processo di respirazione?

2. Qual è l'equazione generale del processo respiratorio?

3. Cos'è la fosforilazione ossidativa?

4. Cos'è la glicolisi?

5. Cosa copre il ciclo di Krebs?

6. Quali sono le caratteristiche della respirazione anaerobica e della fermentazione alcolica?

7. Come avvengono le fermentazioni butirriche e lattiche? Dove si incontrano?

8. Qual è il lato energetico del processo di respirazione e del processo di fermentazione?

9. Quali esperimenti dimostrano l'esistenza del processo di respirazione nelle piante?

10. Cos'è chiamato coefficiente respiratorio?

Lettura consigliata: [ 3 ] , [ 4 ] , [ 6 ] , [ 11 ] , [ 12 ] , [ 13 ] .

5.1. Composizione chimica delle piante

L'analisi della sostanza secca delle piante mostra che contiene carbonio (45%), ossigeno (42%), idrogeno (6,5%), azoto (1,5%) ed elementi di cenere (5%).

Tutti gli elementi presenti nelle piante sono solitamente divisi in tre gruppi:

1. Macronutrienti. Questo gruppo comprende elementi il ​​cui contenuto nella massa secca della pianta varia dal decimo di punto percentuale al centesimo di punto percentuale. Ciò include tutti gli organogeni (elementi inclusi nella parte organica della sostanza secca): carbonio (C), ossigeno (O), idrogeno (H), azoto (N) - ed elementi ceneri: potassio (K), calcio (Ca), silicio (Si), magnesio (Mg), sodio (Na), ferro (Fe), fosforo (P), zolfo (S), alluminio (A1), cloro (C1).

2. Microelementi. I microelementi includono elementi il ​​cui contenuto nella massa secca di una pianta varia da millesimi a centomillesimi di punto percentuale. Questo gruppo comprende manganese (Mn), boro (B), stronzio (Sr), rame (Cu), litio (Li), iodio (J), bromo (Br), nichel (Ni), molibdeno (Mo), cobalto ( COSÌ).

3. Ultramicroelementi. Il contenuto di ultramicroelementi nella massa secca di una pianta viene misurato in milionesimi di punto percentuale. Questi sono cesio (Cs), selenio (Se), cadmio (Cd), mercurio (Hg), argento (Ag), oro (Au), radio (Ra).

Molti elementi, pur presenti nella pianta, non le sono essenziali. Ma senza alcuni di essi la pianta non può crescere e svilupparsi, anche se la quantità richiesta è minima.

I singoli elementi vengono assorbiti in modo diverso nelle diverse fasi di sviluppo della pianta. La maggior quantità di elementi di cenere è necessaria durante la fioritura e la formazione dei semi. La maggior parte degli elementi di cenere si accumulano nelle foglie. Contengono il 5-30% di ceneri del peso secco, mentre negli steli - 4%, nelle radici - 5% e nei semi - 3%.

5.2. Il ruolo dell'azoto nella nutrizione del suolo delle piante

Le piante ottengono l'azoto dai sali degli acidi nitroso e nitrico contenuti nel terreno, nonché dai composti di ammonio. L'azoto proveniente dalla materia organica del suolo deve essere convertito in questi sali dai microrganismi. Solo allora diventa disponibile per le piante. Sebbene le piante contengano poco azoto, la sua importanza non può essere sottovalutata. L'azoto fa parte di aminoacidi, proteine, ATP, ADP, clorofilla, alcune vitamine ed enzimi. La mancanza di azoto nel terreno provoca il sottosviluppo delle piante e cambiamenti nel colore delle foglie. L'eccesso di azoto favorisce una rapida crescita degli organi vegetativi a scapito della fruttificazione. Dei quattro organogeni (C, H, O, N), è l'azoto che deve essere curato, poiché ce n'è molto poco nell'ambiente in una forma disponibile per la nutrizione delle piante.

Nell'aria sono presenti pochi vapori di ammoniaca e ossidi di azoto. Pertanto, non svolgono un ruolo significativo nella nutrizione delle piante.

Nel terreno, per 1 kg sono presenti circa 2 g di azoto organico, 0,02 g di ammoniaca e 0,03 g di azoto nitrico. L'azoto organico deve essere convertito dai batteri putrefattivi e nitrificanti in composti inorganici. Quindi diventerà disponibile per le piante. Questo trasferimento di azoto organico, la sua mineralizzazione, avviene in due fasi. Si chiama il primo ammonizione. Consiste nella decomposizione della sostanza organica del terreno con formazione di ammoniaca (NH 3). La seconda fase è chiamata nitrificazione. La sua essenza è la trasformazione di una sostanza volatile - l'ammoniaca - in nitroso e quindi in acido nitrico. Ciò è ottenuto grazie all'attività di diversi tipi di batteri. Innanzitutto, con l'aiuto del batterio aerobico nitrosomonas, l'ammoniaca viene convertita in acido nitroso secondo la formula:

2NH3 + 3O2 = 2HNO2 + 2H2O + 158 kcal.

Quindi, sotto l'azione del batterio aerobico Nitrobacter, l'acido nitroso viene convertito in acido nitrico:

2HNO2 + O2 = 2HNO3 + 38 kcal.

Nel terreno, l'acido nitrico reagisce con altri composti, dando luogo alla formazione di sali nutrienti per le piante: KNO 3, NaNO 3, Ca(NO 3) 2, NH 4 NO 3.

Pertanto, durante il processo di nitrificazione, aumenta la quantità di sali contenenti azoto nel terreno. Entrambi gli stadi della conversione dell'azoto richiedono ossigeno libero. Pertanto, si consiglia di allentare il terreno per migliorare le condizioni di vita e l'attività dei batteri aerobici.

In assenza di aria si creano condizioni anaerobiche nel terreno con conseguente sviluppo di batteri denitrificanti. Decompongono i composti azotati, liberando da essi azoto libero, che fuoriesce nell'atmosfera. Pertanto, una sostanza preziosa per la pianta, l'azoto, viene persa dalla pianta. Questo processo indesiderato viene chiamato denitrificazione .

I sali di acido nitrico che entrano nelle piante nelle radici e nelle foglie vengono ripristinati secondo il seguente schema:

HNO 3 ® HNO 2 ® H 2 OH ® NH 3 ® NH 2 ® Aminoacidi ® Proteine.

Oltre alla nitrificazione, il rifornimento delle forme di azoto disponibili per la pianta è facilitato dall'attività di forme batteriche a vita libera e simbiotiche.

Fissazione dell'azoto libero da parte dei batteri

I batteri che vivono nel suolo, appartenenti ai generi Clostridium e Azotobacter, sono in grado di legare l'azoto molecolare (N 2) presente nell'atmosfera e di convertirlo in forme accessibili alle piante.

Il Clostridium (Clostridium pasteurianum) è un batterio anaerobico.
Nel suolo vive in comunità con batteri aerobici, che assorbono ossigeno e creano condizioni anaerobiche per esso. Il Clostridium provoca la fermentazione dell'acido butirrico, a seguito della quale lo zucchero si decompone, si formano acido butirrico, anidride carbonica, idrogeno e viene rilasciata una certa energia. Utilizzando energia e idrogeno, il clostridium assimila N 2 dall'atmosfera, convertendolo in NH 3. L'NH 3 viene quindi convertito in altri composti azotati.

Un altro fissatore di azoto è l'Azotobacter chroococcum, un batterio aerobico. Riceve energia per la fissazione dell'azoto dalla respirazione. Per 1 g di zucchero decomposto, l'Azotobacter fissa 5-20 mg di azoto.

Oltre ai microrganismi sopra menzionati, i batteri nodulari del genere Rhizobium legano l'azoto. Questi batteri possono fissare l'azoto solo quando si trovano nel corpo di una pianta leguminosa. I batteri nodulari sono in simbiosi con le leguminose. Penetrando attraverso i peli della radice nella corteccia della radice primaria, si moltiplicano rapidamente al suo interno, provocando la divisione delle cellule del parenchima e la formazione di un nodulo. I batteri vivono prima delle leguminose e poi iniziano a fissare l'azoto. Appare l'ammoniaca (NH 3) e da essa i gruppi amminici (NH 2). Le sostanze azotate risultanti sono sufficienti a soddisfare il fabbisogno sia dei batteri che della pianta leguminosa. Alcune sostanze azotate vengono rilasciate dalle radici nel terreno.

L'attività dei batteri nodulari è molto più efficace dei fissatori di azoto a vita libera. I batteri noduli sono in grado di compensare completamente la perdita di sostanze azotate rimosse dal terreno dalle piante coltivate (50 kg per ettaro o più).

5.3. Il ruolo dei macroelementi delle ceneri
nella nutrizione minerale delle piante

I principali macroelementi delle ceneri sono fosforo, zolfo, potassio, calcio, magnesio, ferro e sodio. Ognuno di essi è strettamente specifico e non può essere sostituito da un altro.

Fosforo(P) viene percepito dalla pianta solo sotto forma di ossido superiore (PO 4 3-) e non viene ridotto. La pianta utilizza sia composti inorganici che alcuni composti organici del fosforo (esteri del fosforo degli zuccheri, ecc.).

Il fosforo è incluso in molte sostanze vitali. I composti organici contengono circa il 50% del fosforo presente nella pianta. Fa parte di ADP e ATP, acidi nucleici, nucleotidi, fosfatidi e numerosi enzimi. La sua carenza influisce negativamente sulla crescita delle piante. I sali dell'acido fosforico aiutano a mantenere il pH della linfa cellulare ad un certo livello.

Dopo che le piante muoiono, i composti del fosforo subiscono la mineralizzazione. L'acido fosforico risultante produce sali scarsamente solubili (calcio, magnesio e ferro). Grazie alle secrezioni radicali, vengono sciolte e il fosforo viene nuovamente utilizzato dalla pianta.

Zolfo(S) gioca un ruolo nei processi redox. Fa parte delle proteine, del coenzima A, della vitamina B1. La pianta contiene frazioni pari all'1% di zolfo dalla sostanza secca. Il più alto contenuto di zolfo è nelle foglie e nei semi. La mancanza di zolfo provoca l'ingiallimento delle nervature delle foglie.

Lo zolfo viene assorbito sotto forma di anione SO 4 dai sali dell'acido solforico. In presenza di carboidrati nelle foglie e in parte nelle radici, lo zolfo viene ripristinato. Entra nelle sostanze organiche sotto forma di gruppi solfidrilici (SH) e disolfuro (-S-S-).

Quando la materia organica contenente zolfo si decompone, viene rilasciato idrogeno solforato (H 2 S). Grazie all'attività dei solfobatteri viene ossidato ad acido solforico. I sali disponibili per le piante si formano con i cationi del suolo.

Cloro(C1) è richiesto in piccole dosi da tutte le piante. Colpisce la fornitura di PO 4 e altri anioni. Il cloro è un componente di alcuni enzimi (carbossilasi). I sali contenenti cloro sono fisiologicamente acidi.

Potassio(K) si trova in maggiore quantità negli organi delle piante giovani (fino al 50% della massa di cenere). Ha una grande influenza sullo stato del citoplasma, sulla sintesi e sulla degradazione delle proteine, attiva alcuni enzimi e influenza la pressione osmotica della linfa cellulare. Il potassio viene assorbito dalla pianta dai sali KCl, KNO 3, KN 2 PO 4, K 2 SO 4. La carenza di potassio provoca l'ingiallimento delle punte e dei bordi delle foglie.

Magnesio(Mg) fa parte della clorofilla. Partecipa alla trasformazione delle sostanze, influenza l'attività degli enzimi, aumenta la viscosità del citoplasma e riduce l'idratazione dei colloidi. Il magnesio entra nella pianta dai sali MgSO 4, MgCl 2, Mg(NO 3) 2, ecc.

Calcio(Ca) è un prezioso elemento nutritivo delle piante. È un antagonista dei cationi monovalenti. Il calcio influenza la struttura del citoplasma e ne aumenta la viscosità. Se è carente, il nucleo non si dividerà correttamente e il punto di crescita morirà. Il calcio provoca l'ingresso di cationi nella cellula e neutralizza gli acidi organici che si accumulano nella pianta.

Il calcio migliora la struttura del suolo, quindi la calce viene aggiunta ai terreni acidi. I suoi ioni contribuiscono all'ingresso di boro, manganese e molibdeno nelle piante.

Ferro(Fe) fa parte degli enzimi che catalizzano la formazione della clorofilla. Senza ferro, le piante clorotiche crescono senza colore verde.

Il ferro è necessario anche per gli enzimi redox, svolge un ruolo nei processi di fotosintesi e respirazione ed è quindi necessario non solo agli organismi verdi, ma anche agli organismi privi di clorofilla. L'effetto del ferro sulla crescita è noto. In assenza di questo elemento, il punto di crescita del fusto muore e gli internodi diventano più piccoli. La mancanza di ferro provoca anche la caduta dei germogli e la morte delle cellule viventi.

Sodio(Na) si trova in maggiore quantità nelle piante dei terreni salini (alofite). Aumenta la pressione osmotica nelle cellule e favorisce l'assorbimento dell'acqua dal terreno. Il sodio sposta altri cationi dal complesso di assorbimento del suolo e li rende disponibili alle piante. Allo stesso tempo, può spostare i cationi dalla pianta e sconvolgerne l’equilibrio, il che non è auspicabile.

5.4. Il ruolo dei microelementi nella nutrizione minerale
impianti

La pianta richiede quantità trascurabili di microelementi. La loro assenza si rivela immediatamente. Quindi dovresti aggiungere microfertilizzanti appropriati. I microelementi includono boro, manganese, zinco, rame, molibdeno, ecc.

Bor(B) influenza i processi di crescita. In sua assenza, i germogli e le radici apicali muoiono, i fiori cadono o i frutti non si depositano e il numero di noduli sulle radici dei legumi diminuisce. Molte piante prive di boro sono suscettibili alle malattie. Le piante più esigenti in termini di boro sono il lino, la barbabietola da zucchero, il grano saraceno, il girasole e i legumi. La carenza di boro si avverte più spesso su terreni fradici e podzolici.

Manganese(Mn) è un microelemento, in assenza di una quantità sufficiente di cui si verifica la clorosi negli alberi da frutto. Numerose piante senza manganese sviluppano varie malattie. Nei cereali compaiono macchie grigie alla base delle foglie giovani. L'eccesso di manganese provoca macchie marroni. Il manganese attiva alcuni enzimi e promuove la fotosintesi. Il contenuto di questo elemento nelle piante è soggetto a forti fluttuazioni.

Zinco(Zn) fa parte di alcuni enzimi, favorisce la decomposizione di H 2 CO 3 in acqua e anidride carbonica, nonché la sintesi di sostanze di crescita. La carenza di zinco viene rilevata nelle piante mediante macchie clorotiche e colorazione bronzea delle foglie, crescita indebolita, foglie piccole e rosette.

Rame(Cu) svolge un ruolo importante nell'attività degli enzimi dei cloroplasti e aumenta la resistenza al gelo delle piante. La carenza di rame è particolarmente avvertita dai cereali e dalle barbabietole sui terreni torbosi. Negli alberi da frutto la carenza di rame nel terreno provoca secchezza. La carenza di rame è spesso avvertita nei terreni paludosi e fangosi-podzolici.

Molibdeno(Mo) è richiesto dai batteri che fissano l'azoto. Aiuta a ripristinare i nitriti. C'è pochissimo molibdeno nei terreni paludosi.

Domande per l'autocontrollo

1. Quali elementi sono organogeni, la loro percentuale nella sostanza secca della pianta?

2. Quali microelementi di cenere conosci? Qual è il loro ruolo nella pianta?

3. Quali microelementi conosci? Che ruolo svolgono nella vita vegetale?

4. Cos'è la clorosi e cosa la provoca?

5. Come viene fornito l'azoto alle piante?

6. Qual è l'essenza della nitrificazione e della denitrificazione?

7. Che ruolo svolgono i batteri nodulari?

Lettura consigliata: [ 3 ] , [ 4 ] , [ 6 ] , [ 11 ] , [ 12 ] , [ 13 ] , [ 15 ] .

6.1. Concetti generali sulla crescita e lo sviluppo delle piante

La crescita è il processo di nuova crescita nel corpo, spesso associato ad un aumento irreversibile delle dimensioni della pianta. Osserviamo il processo di crescita, osservando la germinazione dei semi, l'apertura dei germogli, la maturazione dei frutti. La pianta produce cellule, tessuti e organi. Allo stesso tempo avviene la formazione dell'organismo vegetale e il suo sviluppo.

Crescita e sviluppo sono manifestazioni correlate di un unico processo vitale, ma non sono identici.

Lo sviluppo si riferisce ai cambiamenti qualitativi morfologici e fisiologici che si verificano durante la vita di un organismo vegetale.

Durante la sua crescita, una cellula attraversa tre fasi: embrionale (divisione), allungamento e differenziazione.

La prima fase (embrionale) è caratterizzata dalla divisione cellulare continua. La dimensione delle cellule embrionali è relativamente piccola. Le cellule figlie, una volta raggiunte le dimensioni delle cellule madri, si dividono nuovamente. È necessario che vi sia un afflusso di sostanze per la formazione di nuove cellule.

Tipicamente, le cellule in divisione si trovano sulle punte (apice) dello stelo e della radice, costituendo i tessuti meristematici.

Sotto i coni di crescita, le cellule embrionali smettono di dividersi ed entrano nella seconda fase di crescita: la fase di allungamento. La sua principale differenza rispetto al primo è la formazione di grandi vacuoli dovuti all'acqua, che aumentano la dimensione delle cellule. Questi ultimi sono molto estesi (si osserva la maggiore crescita dell'organo). Un aumento delle dimensioni delle cellule è accompagnato anche da un leggero aumento della quantità di citoplasma e membrana cellulare.

Dopo la fase di allungamento, la cellula entra nella fase di differenziazione e acquisisce caratteristiche individuali. Alcune cellule si trasformano in vasi, altre in tubi setacciati, in altre la membrana aumenta e cambia notevolmente, ecc. A causa della variabilità specifica delle cellule, si formano vari tessuti.

6.2. Regolatori della crescita

I composti che influenzano la crescita delle piante sono chiamati regolatori della crescita. Questi includono sia sostanze naturali per la crescita che preparati chimici per la crescita utilizzati in agricoltura. Tra le sostanze della crescita (fitormoni) ricordiamo le auxine, le gibberelline e le chinine.

Auxine si creano nelle parti superiori (apice) degli steli e delle radici, quindi si spostano più in basso - nella zona di allungamento cellulare - e contribuiscono al loro allungamento.

Le auxine influenzano la crescita dei coleottili di cereali, steli, foglie e radici delle piante, causano la flessione degli organi, ritardano la caduta delle foglie e delle ovaie e favoriscono anche la formazione delle radici nelle talee. L'auxina provoca la divisione cellulare (nel callo, nelle cellule cambiali). Promuove la crescita della gemma apicale e inibisce lo sviluppo delle gemme laterali. Quando la gemma apicale viene rimossa, le gemme laterali sottostanti vengono risvegliate.

L'auxina più comune è l'acido β-indolil-3-acetico (IAA). L'auxina si muove solo lungo lo stelo.

Kinins, O citochinine, stimolano la divisione cellulare. Le citochinine si trovano in grandi quantità nel latte di cocco, nelle mele in via di sviluppo e nelle prugne. Le citochinine possono anche attivare la germinazione dei semi e la differenziazione delle gemme, liberare le gemme laterali dall'influenza delle gemme apicali, stimolare la crescita delle foglie e causare un inverdimento secondario delle foglie ingiallite.

Si presume che le citochinine possano formarsi nelle radici, nelle foglie giovani e nei germogli.

6.3. Inibitori della crescita

Inibitori naturali della crescita. Le piante producono anche sostanze che inibiscono la crescita delle piante. Questi includono cumarina, scopoletina, acidi cinnamico e paracumarico, arbutina e altri composti fenolici. Nel 1936, Eddicot e i suoi colleghi descrissero un inibitore naturale: l'acido abscissico. Ritarda la germinazione dei semi, inibisce la crescita dei segmenti coleottili e accelera la caduta dei piccioli fogliari. Un altro inibitore è un prodotto di scarto dei tessuti vegetali: l'etilene. Sopprime i processi di formazione attivati ​​dalle auxine e favorisce il processo di abscissione fogliare. Anche se presente nell'aria ad una concentrazione dello 0,0001%, l'etilene provoca l'ingiallimento e la caduta delle foglie. Gli inibitori naturali si trovano nelle radici, nei tuberi, nei rizomi, nelle foglie e nei semi. Gli inibitori bloccano i processi biochimici che accompagnano la normale crescita. Prima dell'inizio della dormienza, tuberi, semi e germogli si accumulano e le auxine naturali scompaiono. Quando gli inibitori vengono distrutti, i processi di crescita si intensificano.

Inibitori della crescita sintetici. Gli inibitori sintetici comprendono preparati artificiali: erbicidi, ritardanti, defolianti ed essiccanti.

Gli erbicidi sono preparati sintetici che distruggono le erbe infestanti. Sono disponibili molti erbicidi (inorganici e organici).

Gli erbicidi possono essere disinfestanti generali o selettivi. I primi distruggono tutte le piante verdi che crescono in una determinata area. Vengono utilizzati durante la lavorazione delle stoppie, per distruggere le erbacce lungo le strade, ecc.

Gli erbicidi ad azione selettiva, ad una certa concentrazione e utilizzati in una determinata fase di sviluppo della pianta, possono distruggere le erbe infestanti senza danneggiare le piante coltivate. L'azione di questi erbicidi si basa sulla diversa reazione del citoplasma delle cellule delle diverse piante alle sostanze utilizzate. Allo stesso tempo, gli erbicidi possono essere locali (erbicidi di contatto) o mobili. Gli erbicidi da contatto molto spesso danneggiano steli e foglie, cioè quegli organi che vengono spruzzati. Gli erbicidi viaggianti sono caratterizzati dal fatto che, una volta colpiti gli steli e le foglie, si spostano in tutta la pianta, penetrando nelle radici e danneggiandole. L'invasione degli erbicidi nelle cellule provoca l'interruzione del loro metabolismo e dei processi di crescita.

I ritardanti sono sostanze sintetiche che rallentano la crescita delle piante. Sopprimono la divisione cellulare nei meristemi apicali (l'acido gibberellico la ripristina). Vengono utilizzati nell'agricoltura in campo per accorciare gli steli dei cereali in modo che non si abbassino. Nel giardinaggio si utilizzano ritardanti per ritardare la crescita dei germogli vegetativi e favorire la fruttificazione.

6.4. L’influenza delle condizioni esterne sulla crescita

Temperatura Piante diverse ne richiedono di diverse per crescere. Ci sono temperature minime, ottimali e massime.

Sono necessarie temperature diverse per la crescita dei loro diversi organi. In tutte le fasi dello sviluppo delle piante, anche i requisiti di temperatura non sono gli stessi.

La maggior parte delle angiosperme muore se esposta a temperature di 50°C, sebbene le alghe blu-verdi e i batteri possano vivere in sorgenti termali con temperature di 60-80°C.

Leggero ha una grande influenza sulla crescita e sullo sviluppo delle piante superiori. Non conta solo l'intensità della luce, ma anche la durata dell'illuminazione durante il giorno. Quando ci si sposta dall'equatore al polo e dalle pianure alle montagne, cambiano notevolmente. Al buio non si forma la clorofilla e non avviene la fotosintesi. In tali condizioni, la crescita può continuare solo grazie alle sostanze di riserva disponibili, ma la natura della crescita non sarà la stessa che in condizioni normali. Le piante eziolate coltivate al buio saranno di colore giallastro, con internodi lunghi e tessuti meccanici poco sviluppati.

Aria. Il normale contenuto di ossigeno nell'aria (21%) è abbastanza sufficiente per la crescita delle piante. Per alcuni di essi è sufficiente un contenuto leggermente inferiore di O 2 nell'aria. Per le giovani piante di riso è sufficiente il 3% di ossigeno. Le radici sono più sensibili alla mancanza di ossigeno, ma anche in questo caso esistono differenze individuali. Per la crescita della radice dell'avena, l'ottimale sarà all'8% di O 2, per il pomodoro - 16% e la soia - 6%.

Acqua- un fattore necessario per tutti i processi, compresa la crescita. Se nel terreno manca l'acqua, i semi non iniziano a crescere, la fase di allungamento alle radici termina rapidamente e l'apparato radicale risulta sottosviluppato. La mancanza di precipitazioni nel periodo precedente la raccolta dei cereali riduce la resa.

L’irrigazione artificiale favorisce la crescita e la produttività delle piante.

Irritanti chimici influenzano anche la crescita delle piante. Alcuni di loro sono velenosi. A piccole dosi ritardano la crescita, a dosi elevate causano avvelenamento e persino la morte. Le sostanze tossiche sono sali di metalli pesanti (rame, piombo, argento, ecc.) e composti organici - etere, cloroformio, toluene, alcuni acidi (soprattutto ossalico).

A concentrazioni significative, l’anidride carbonica inibisce la crescita. Arresta lo sviluppo dei funghi. Pertanto, questo gas cominciò ad essere utilizzato per conservare frutta e verdura che hanno ridotto l'attività vitale. Non può essere utilizzato per la germinazione dei semi.
A dosi molto deboli, alcune sostanze tossiche possono stimolare la crescita.

6.5. Periodicità di crescita delle piante

La crescita delle piante è un processo volubile. Un periodo di crescita più attiva è sostituito da un decadimento del processo. La pianta entra in un periodo dormiente. Alle medie latitudini, gli alberi rimangono in uno stato di dormienza durante l'inverno.

Anche bulbi, rizomi, germogli e semi sono in uno stato apparentemente senza vita (anabiotico). Ma il metabolismo nelle loro cellule non si ferma, non perdono la loro vitalità.

In primavera le piante mostrano nuovamente una crescita attiva. Nei paesi tropicali, il periodo di dormienza è causato da condizioni di siccità. Quest'ultimo può causare la cessazione della crescita nelle nostre condizioni in estate. Poi c'è l'essiccazione delle foglie, dei germogli e la caduta delle foglie estive.

Oltre al riposo temporaneo (forzato) dovuto alla mancanza di condizioni esterne favorevoli, esiste un riposo a lungo termine (profondo) causato da fattori interni. Quindi, ad esempio, le patate appena raccolte in autunno non germinano in tutte le condizioni esterne. Nella seconda metà dell'inverno inizia la rapida germinazione degli occhi di patata. I rami di alberi diversi tagliati in inverno e portati in casa avranno germogli che si aprono in tempi diversi: il loro periodo di lunga dormienza è diverso. Nel tiglio, nella quercia, nel faggio e nel frassino questo periodo è lungo, ma nel salice non lo è affatto. La fioritura dei rami di ciliegio in inverno dipende dal momento del loro taglio.

Il lavoro di P. A. Genkel e dei suoi colleghi ha dimostrato che le cellule degli organi a riposo danno la plasmolisi convessa e le cellule degli organi in crescita danno la plasmolisi concava. Ciò è dovuto al diverso stato del loro citoplasma (contenuto lipidico, capacità di assorbire acqua, ecc.).

6.6. Movimenti delle piante

Movimenti di crescita. Nonostante l'attaccamento della maggior parte delle piante a un substrato specifico, i loro organi o parti di organi sono in movimento a causa della crescita. Le piante superiori cambiano la posizione dei loro organi a causa di varie irritazioni. Vengono chiamati questi cambiamenti nell'orientamento degli organi nello spazio tropismi.

Geotropismo. La proprietà di un organo di crescere verso il centro della terra si chiama geotropismo positivo. È caratteristico della radice principale. La proprietà di un organo di crescere nella direzione opposta all'azione della gravità si chiama geotropismo negativo. È posseduto dal fusto principale (asse del primo ordine).

Fototropismo. La flessione delle parti fuori terra delle piante superiori sotto l'influenza della luce è chiamata fototropismo. Gli steli di solito mostrano un fototropismo positivo. Le foglie possono essere posizionate rispetto alla luce in diversi modi: alcune perpendicolari, altre in un angolo o nell'altro, a seconda dell'intensità della luce e dell'individualità della pianta stessa. Le radici della maggior parte delle piante sono fototropiche negativamente. La flessione dell'organo verso la luce è spiegata dal fatto che la luce ritarda l'allungamento delle cellule, e quindi la parte oscurata cresce più velocemente, provocando un fototropismo positivo.

Chemiotropismo. Le curve della crescita sotto l'influenza di stimoli chimici sono causate dall'esposizione unilaterale agli ioni di alcuni sali. Sotto l'influenza degli anioni, la radice si piega positivamente; sotto l'influenza di cationi degli stessi sali - negativi. Grazie al chemiotropismo, il tubo pollinico cresce nel pistillo e le radici si sviluppano verso le zone fertilizzate del terreno.

Termotropismo e aerotropismo. Un cambiamento nella crescita delle radici verso un regime termico favorevole è chiamato termotropismo positivo e verso un regime aereo favorevole - aerotropismo positivo.

Idrotropismo. Le radici crescono solitamente nel terreno verso un ambiente umido. Sono positivamente idrotropici.

Spesso una pianta non è influenzata da uno, ma da diversi fattori contemporaneamente. Allora la reazione del corpo sarà rivolta al fattore la cui influenza è più forte.

Movimenti nastici, di turgore e di nutazione delle piante

Nastico i movimenti di crescita (nastia) sono causati da fattori che agiscono non unilateralmente, ma in modo uniforme sull'intera pianta. Sono caratteristici degli organi che hanno una struttura bilaterale (dorsoventrale), petali, foglie, ecc.

Ci sono disturbi causati dal cambiamento del giorno e della notte. I fiori del tabacco profumato e della droga si chiudono durante il giorno e si aprono di notte. Al contrario, i fiori di lino e convolvolo si aprono al mattino e si chiudono di notte. Tali movimenti sono chiamati nictinastici.

Un altro tipo di nastia - termonastia. Si osservano quando la temperatura cambia. Se porti i fiori chiusi di tulipani e zafferano da una stanza fredda a una calda, dopo un po' si apriranno. Infine alcuni fiori, come i tulipani, si aprono alla luce e si chiudono con tempo nuvoloso o di sera. Un fenomeno simile può essere osservato sui cestini di tarassaco. Si chiamano tali cattivi fotonasties .

I movimenti sismonastici sono causati dal contatto, dallo scuotimento, dalla spinta. L'oggetto classico per osservare tali movimenti è la timida mimosa. Se tocchi una foglia di mimosa, tutte le sue foglie si piegheranno insieme. Quando la pianta viene scossa, tutte le sue foglie cadono completamente. Toccando la base dei filamenti del crespino questi si piegano e l'antera colpisce lo stigma.

Movimenti di nutazione(nutazioni) sono ritmiche. Sorgono a causa delle fluttuazioni del turgore causate da cambiamenti nella viscosità e permeabilità del citoplasma. Pertanto, si è scoperto che la crescita dello stelo avviene a scatti. La sua sommità non cresce verticalmente, ma a spirale.

Domande per l'autocontrollo

1. Cos'è la crescita e lo sviluppo delle piante?

2. Quali fasi attraversa una cellula durante la sua crescita?

3. Quali proprietà hanno le auxine?

4. Qual è l'effetto principale delle gibberelline?

5. Descrivere l'effetto degli inibitori della crescita.

6. Descrivi l'effetto delle condizioni esterne sulla crescita delle piante.

7. Fornisci esempi di movimenti di crescita.

Lettura consigliata: [ 3 ] , [ 4 ] , [ 6 ] , [ 11 ] , [ 12 ] , [ 13 ] .

Esercizio: identificare le differenze nella permeabilità della membrana delle cellule vive e morte e trarre conclusioni sulle ragioni di queste differenze.

Materiali e attrezzature: provette, portaprovette, bisturi, lampada ad alcool o fornello a gas, soluzione di acido acetico al 30%, barbabietola rossa.

Procedura operativa

1. Dopo aver rimosso il tessuto tegumentario, la radice di barbabietola viene tagliata a cubetti (lato del cubo 5 mm) e lavata accuratamente con acqua per rimuovere il pigmento rilasciato dalle cellule danneggiate.

2. Metti un pezzo di barbabietola rossa in tre provette. Nel primo e nel secondo si versano 5 ml di acqua, nel terzo si versano 5 ml di una soluzione di acido acetico al 30%. La prima provetta viene lasciata per il controllo. Il contenuto del secondo viene fatto bollire per 2-3 minuti.

3. I vacuoli delle cellule della radice della barbabietola contengono betacianina, un pigmento che dona colore al tessuto radicale. I tonoplasti delle cellule viventi sono impenetrabili alle molecole di questo pigmento. Dopo la morte cellulare, il tonoplasto perde la sua proprietà semipermeabile, diventa permeabile, le molecole di pigmento lasciano le cellule e colorano l'acqua.

Nella seconda e nella terza provetta, dove le cellule sono state uccise mediante ebollizione o acido, l'acqua diventa colorata, ma nella prima provetta rimane incolore.

4. Annota i risultati delle tue osservazioni.

Esercizio: determinare la quantità di acqua evaporata da una pianta in un certo periodo di tempo utilizzando il metodo gravimetrico.

Materiali e attrezzature: bilance, pesi, forbici, piatti, supporto, piante vive.

Procedura operativa

1. Posiziona il tubo a forma di U su un supporto e versaci dell'acqua. Taglia una foglia dalla pianta (o un rametto con due foglie) e usa un tampone di cotone per rinforzarlo su una gamba (il tampone di cotone non deve toccare l'acqua, altrimenti l'acqua evaporerà attraverso di essa). Chiudi l'altro gomito con un tappo di gomma o di plastica (se non è presente un tubo del genere, puoi prendere una semplice provetta e riempire la superficie dell'acqua con olio vegetale per evitare l'evaporazione).

2. Pesare l'apparecchio e contemporaneamente un piccolo cristallizzatore riempito d'acqua. Posizionare il dispositivo e il cristallizzatore sulla finestra.

3. Dopo 1-2 ore, pesare nuovamente. La massa diminuisce in entrambi i casi man mano che l'acqua evapora.

Esercizio: osservare i movimenti stomatici, spiegare il motivo dei movimenti stomatici, disegnare gli stomi nell'acqua e nelle soluzioni di 5 e
20%- vai alla glicerina.

Obiettivo del lavoro: osservare i movimenti stomatici in acqua e in una soluzione di glicerolo.

Materiali e attrezzature: soluzioni di glicerina (5 e 20%), soluzione di saccarosio 1M, microscopi, vetrini e vetrini coprioggetto, aghi da dissezione, carta da filtro, bottiglie, foglie di qualsiasi pianta.

Procedura operativa

1. Preparare diverse sezioni dell'epidermide inferiore della foglia e immergerle in una soluzione di glicerina al 5% per 2 ore. Il glicerolo penetra nei vacuoli delle cellule di guardia, riduce il loro potenziale idrico e, quindi, aumenta la loro capacità di assorbire acqua. Le sezioni vengono poste su un vetrino nella stessa soluzione, si nota lo stato delle cellule e si disegnano.

2. Sostituire la glicerina con acqua, estraendola da sotto il vetro con carta da filtro. In questo caso si osserva l'apertura delle fessure stomatiche. Disegna il farmaco.

3. Sostituire l'acqua con un forte agente osmotico: una soluzione di glicerina al 20% o una soluzione di saccarosio 1 M. Si osserva la chiusura degli stomi.

Esercizio: studiare il processo di formazione dell'amido primario nelle foglie.

Materiali e attrezzature: lampade ad alcool, bagnomaria, forbici, fornelli elettrici, lampade ad incandescenza da 200-300 W, stoviglie, piante vive (zucca, fagioli, pelargonium, primula, ecc.), alcool etilico, soluzione di iodio in ioduro di potassio.

Procedura operativa

1. Utilizzando un test dell'amido, dimostrare che l'amido si forma durante la fotosintesi.

Una pianta ben irrigata dovrebbe essere posta in un luogo buio per 2-3 giorni. Durante questo periodo ci sarà un deflusso di assimilati dalle foglie. Il nuovo amido non può formarsi al buio.

Per ottenere contrasto dal processo di fotosintesi, parte della foglia deve essere scurita. Per fare ciò, è possibile utilizzare un negativo fotografico o due schermi resistenti alla luce identici, fissandoli in alto e in basso. Le immagini sullo schermo (ritagli) possono essere molto diverse.

Una lampada ad incandescenza da 200-300 W è posta ad una distanza di 0,5 m dal foglio. Dopo un'ora o due, il foglio dovrà essere lavorato come sopra indicato. È più conveniente farlo su un piatto piano. Allo stesso tempo, viene elaborato il foglio che è rimasto sempre oscurato.

Le parti esposte alla luce diventano blu, mentre il resto è giallo.

In estate puoi modificare l'esperimento: ricoprire più foglie della pianta, mettendo sopra dei sacchetti di carta nera opaca con appositi ritagli; dopo due-tre giorni, al termine di una giornata soleggiata, tagliate le foglie, lessatele prima in acqua, quindi sbiancatele con alcool e trattatele con una soluzione di iodio in ioduro di potassio. Le aree oscurate delle foglie diventeranno chiare e le aree illuminate diventeranno nere.

In alcune piante (ad esempio le cipolle), il prodotto principale della fotosintesi non è l'amido, ma lo zucchero, quindi il test dell'amido non è applicabile a loro.

2. Annota i risultati delle tue osservazioni.

Esercizio: ottenere un estratto alcolico dei pigmenti, separarli e acquisire familiarità con le proprietà fondamentali dei pigmenti.

Materiali e attrezzature: forbici, mortai e pestelli, supporti con provette, piatti, lampade ad alcool, bagnomaria, foglie fresche o secche (ortica, aspidistra, edera o altre piante), alcool etilico, benzina, soluzione di NaOH (o KOH) al 20%, gesso secco , sabbia.

Procedura operativa

1. Mettere le foglie secche schiacciate con le forbici in un mortaio pulito, aggiungere un po' di gesso per neutralizzare gli acidi della linfa cellulare. Macinare accuratamente la massa con un pestello, aggiungendo alcool etilico (100 cm 3), quindi filtrare la soluzione.

L'estratto di clorofilla risultante ha fluorescenza: alla luce trasmessa è verde, alla luce riflessa è rosso ciliegia.

2. Separare i pigmenti utilizzando il metodo Kraus.

Per fare questo è necessario versare 2-3 cm3 di estratto in una provetta e aggiungere un volume e mezzo di benzina e 2-3 gocce d'acqua; quindi è necessario agitare la provetta e attendere che due strati diventino chiaramente visibili: benzina in alto, alcool in basso. Se la separazione non avviene, aggiungere altra benzina e agitare nuovamente la provetta.

Se appare torbidità, aggiungere un po' di alcol.

Poiché la benzina non si dissolve nell'alcol, finisce in alto. Il colore verde dello strato superiore indica che la clorofilla si è trasferita nella benzina. Oltre a ciò, il carotene si dissolve anche nella benzina. In basso, nell'alcool, rimane la xantofilla. Lo strato inferiore è giallo.

Dopo che la soluzione si è depositata, si formano due strati. Come risultato della saponificazione della clorofilla, gli alcoli vengono eliminati e si forma il sale sodico della clorofillina che, a differenza della clorofilla, non si dissolve nella benzina.

Per una migliore saponificazione, la provetta con l'aggiunta di NaOH può essere posta a bagnomaria con acqua bollente e, non appena la soluzione bolle, rimossa. Successivamente viene aggiunta la benzina. Il carotene e la xantofilla (il colore sarà giallo) andranno nello strato di benzina (in alto) e il sale sodico dell'acido della clorofilla andrà nello strato di alcol.

Esercizio: dimostrare che la CO 2 viene rilasciata quando le piante respirano, disegnare un dispositivo che aiuti a rilevare la respirazione attraverso il rilascio di CO 2, scrivere le didascalie per il disegno.

Materiali e attrezzature: 2 vasetti di vetro con capacità di 300-400 ml, 2 provette di gomma con fori per imbuto e provetta, 2 imbuti, 2 tubi di vetro ricurvi a forma di lettera “P” lunghi 18-20 cm e larghi 4-5 mm di diametro, 2 provette, un bicchiere, soluzione di Ba(OH)2, semi germogliati di grano, girasole, mais, piselli, ecc.

Procedura operativa

1. Versare 50-60 g di semi germogliati in un barattolo di vetro, chiuderlo ermeticamente con un tappo in cui sono inseriti un imbuto e un tubo di vetro ricurvo e lasciare agire per 1-1,5 ore, durante questo tempo, a causa della respirazione dei semi, nel vaso si accumulerà anidride carbonica. È più pesante dell'aria, quindi si concentra sul fondo del barattolo e non entra nell'atmosfera attraverso un imbuto o un tubo.

2. Contemporaneamente prendi un barattolo di controllo senza semi, chiudilo anche con un tappo di gomma con un imbuto e un tubo di vetro e posizionalo accanto al primo barattolo.

3. Le estremità libere dei tubi di vetro vengono immerse in due provette con acqua baritica. Cominciano a versare gradualmente l'acqua in entrambi i barattoli attraverso gli imbuti. L'acqua sposta dalle lattine l'aria arricchita di CO 2, che entra nelle provette con la soluzione di Ba(OH) 2. Di conseguenza, l'acqua baritica diventa torbida.

4. Confrontare il grado di torbidità di Ba(OH) 2 in entrambe le provette.

Esercizio: eseguire un esperimento e calcolare l'intensità della respirazione degli oggetti studiati in base alle opzioni sperimentali.

Materiali e attrezzature: Coppette Conway, vaselina, burette, supporti, carta da filtro, forbici, bilance, pesi, reagenti: 0,1 N Ba(OH) 2 ; 0,1 N HCl, fenolftaleina, eventuali piantine e piante adulte o loro organi.

Procedura operativa

1. Le tazze Conway vengono calibrate prima dell'esperimento; devono avere lo stesso volume per le varianti di controllo e sperimentale. Ciascuna variante sperimentale viene eseguita in triplicato.

2. Un campione di materiale vegetale del peso di 0,5-1,0 g viene disposto nel cerchio esterno della tazza Conway. Nel cilindro interno vengono versati 1 o 2 ml di 0,1 N Ba(OH) 2. La tazza viene chiusa ermeticamente con un coperchio macinato (in modo che sul coperchio appaia un contorno trasparente della sezione sottile della tazza) e posto al buio per 20 - 40 minuti (per escludere la fotosintesi nei tessuti vegetali verdi). Durante l'esposizione, l'anidride carbonica accumulata nella tazza Conway reagisce con l'idrossido di bario:

CO2 + Ba(OH)2 = BaCO3 + H2O.

L'eccesso di Ba(OH)2 viene titolato con HC1 0,1 N contro fenolftaleina fino alla scomparsa del colore rosa.

3. Contemporaneamente a quello sperimentale, posizionare una coppetta Conway di controllo (senza campione). Lo stesso volume di soluzione 0,1 N Ba(OH) 2 viene versato al suo interno, chiuso con un coperchio smerigliato e lasciato accanto alla provetta. L'idrossido di bario contenuto in questa tazza reagisce con l'anidride carbonica, originariamente contenuta nell'aria nel suo volume. La barite in eccesso viene titolata.

4. In base alla differenza tra i volumi della soluzione di acido cloridrico utilizzata per titolare il Ba(OH)2 in eccesso nelle piastre di controllo e sperimentali, viene calcolata l'intensità della respirazione (I.D.):

, mg CO 2 /(g∙h),

dove V HC1k è il volume di HC1 0,1 N utilizzato per la titolazione dell'eccesso di Ba(OH) 2 nella vaschetta di controllo; V HC1op - volume di HC1 0,1 N, utilizzato per la titolazione dell'eccesso di Ba(OH) 2 nella provetta; R- peso del campione, g;

t - tempo, h; 2,2 è il fattore di conversione di HC1 in CO 2 (1 ml di HC1 0,1 N o Ba(OH) 2 equivale a 2,2 mg di CO 2).

Esercizio: studiare l'importanza di vari elementi minerali per la crescita del fungo Aspergillus.

Materiali e attrezzature: bilancia, termostato, tappi di cotone, filtri, cinque beute da 100 cm 3, provette, pipetta, due bicchieri, imbuto, sali minerali, saccarosio, acido organico (citrico), una coltura del fungo Aspergillus coltivata su pezzi di patata o pane per 3-4 giorni.

Procedura operativa

1. Coltiva un fungo usando miscele di nutrienti.

È stato stabilito che l'Aspergillus ha approssimativamente gli stessi requisiti di nutrizione minerale delle piante superiori. Tra gli elementi minerali, il fungo non ha bisogno solo del calcio. Le miscele di nutrienti vengono preparate in palloni da 100 cm 3 e composte secondo uno schema specifico (Tabella 1).

La numerazione dei palloni corrisponde alla numerazione delle varianti sperimentali. I risultati dell'esperimento sono scritti di seguito.

Tabella 1

Schema per la preparazione di miscele nutrizionali

L'acido citrico viene aggiunto per creare un ambiente acido favorevole all'aspergillus, ma inibisce lo sviluppo di altri microrganismi.

2. Versare acqua sterile in una provetta o in una beuta e posizionare al suo interno il micelio fungino, prelevato con un'ansa sterile, mescolare il contenuto ruotandolo tra le dita o i palmi.

Pipettare la sospensione risultante in tutti i matracci utilizzando una pipetta sterile.

Chiudere i flaconi con tamponi di cotone e porre in termostato alla temperatura di 30-35 °C. L'osservazione verrà effettuata tra una settimana.

L'essenza dell'esperimento è che determinando la massa del micelio fungino cresciuto su varie miscele di nutrienti, si può scoprire il suo fabbisogno di singoli elementi.

3. Pesare, per il quale prendi due bicchieri puliti, un imbuto e diversi filtri di carta identici. Pesare un bicchiere (n. 1) con un imbuto, filtrarlo e registrare la massa. Quindi posizionare l'imbuto in un altro bicchiere (n. 2), trasferire il micelio fungino dalla prima beuta al filtro, sciacquare con acqua e dopo che l'acqua scorre, trasferire nuovamente l'imbuto nel bicchiere n. 1. Pesare di nuovo. È chiaro che il risultato sarà maggiore, poiché è stato aggiunto il micelio fungino.

Sottrai il primo dal secondo risultato e scopri la massa del micelio del fungo. Fate così con tutte le fiaschette.

4. Annotare i risultati dell'osservazione.

Pertanto, verrà stabilito come l'assenza di N, P, K e di tutti gli elementi della nutrizione minerale influenzi lo sviluppo del micelio fungino.

Esercizio: acquisire familiarità con la posizione della zona di crescita nelle radici giovani contrassegnandole con inchiostro.

Materiali e attrezzature: piatti, pennelli sottili o fiammiferi appuntiti, germogli di zucca (fagioli o girasoli), inchiostro, carta millimetrata, cotone idrofilo, aghi sottili, carta da filtro.

Procedura operativa

1. Coltiva diverse piantine di zucca, fagioli o girasole nella segatura bagnata. All'inizio dell'esperimento, dovrebbero aver formato radici diritte lunghe circa 2 cm.

2. Prima di rimuovere le piantine, preparare una camera umida per osservare la loro ulteriore crescita: prendere un barattolo, coprirne le pareti interne con carta da filtro, versare un po' d'acqua sul fondo; Tagliare il tappo a metà (nel senso della lunghezza) per fissare i germogli a metà.

3. Liberare i germogli dalla segatura e asciugare le radici con carta da filtro. Seleziona tre germogli con radici dritte, posizionali su carta millimetrata e applica dei segni sulle radici ogni 2 mm con inchiostro (fai il primo segno molto vicino alla punta, ci saranno circa 10 segni simili).

4. Prendi una striscia stretta di carta da filtro e fissala, insieme alle piantine, all'interno della metà del tappo. L'estremità della carta da filtro dovrebbe toccare l'acqua quando viene abbassata nel barattolo. Inserisci il tappo con i germogli nel barattolo e copri il foro rimanente con un batuffolo di cotone.

La temperatura ambiente dovrebbe essere +20-+25 °C.

5. Dopo un giorno, prendi le misure. Per determinare gli incrementi, dai dati di misurazione viene sottratta la lunghezza iniziale di ciascuna sezione: 2 mm.

6. Annotare i risultati ottenuti sotto forma di tabella. La forma della tabella è mostrata di seguito (Tabella 2).

Tavolo 2

Esercizio: studiare l'influenza delle condizioni esterne (temperatura, luce) sul tasso di crescita delle piante e sulla formazione delle foglie.

Materiali e attrezzature: vasi di fiori, sabbia, stoviglie, camera oscura, unità di refrigerazione, semi di zucca (o fagioli).

Procedura operativa

1. Prendi i semi di zucca (o di fagioli), bagnali e, quando si gonfiano e iniziano a germogliare, pianta tre semi in piccoli vasi da fiori con sabbia (si prende sabbia, non terra, per escludere varie condizioni di nutrizione minerale).

2. Dopo circa 5-6 giorni, quando le piante germogliano, misura l'altezza dei loro steli, quindi posiziona i vasi da fiori in condizioni diverse.

3. Dopo 7-10 giorni, effettuare le misurazioni e le conclusioni finali.

4. Registrare i risultati dell'osservazione in una tabella nel seguente modulo (Tabella 3):

Tabella 3

Lavoro di laboratorio n. 12

Influenza reciproca tra piante coltivate e piante infestanti

Esercizio: studiare le questioni di influenza reciproca delle piante coltivate e infestanti.

Materiali e attrezzature: contenitori di plastica, sabbia, erbacce compostate (cardo selvatico, erba di grano, camomilla inodore, ecc.), grano, orzo, semi di girasole, ecc.

Procedura operativa

1. Compostare le parti aeree verdi delle infestanti in contenitori di plastica: 150 g. erbacce e 3 kg di sabbia.

2. Semina semi di piante coltivate: grano, orzo, ecc.

3. Crescere per 20 giorni.

4. Determinare la lunghezza delle parti fuori terra e sotterranee delle piante. Inserisci i risultati dell'esperimento in una tabella nel seguente modulo (Tabella 4):

Tabella 4

5. Trarre conclusioni, costruire grafici delle dipendenze.

1. Viktorov, D. P. Piccolo laboratorio sulla fisiologia vegetale: libro di testo [Testo] / D. P. Viktorov. - M.: Più in alto. scuola, 1983. - 135 p.

2. Genkel, P. A. Fisiologia vegetale: un libro di testo per studenti [Testo] /
PA Genkel. - M.: Educazione, 1975. - 335 p.

3. Grodzinsky, A. M. Un breve libro di consultazione sulla fisiologia vegetale. [Testo] A. M. Grodzinsky, D. M. Grodzinsky . - Kiev: Naukova Dumka, 1973. - 591 p.

4. Izmailov, S. F. Metabolismo dell'azoto nelle piante [Testo] / S. F. Izmailov. - M., 1986. - 320 pag.

5. Polevoy, V.V. Fisiologia vegetale: libro di testo [Testo] / V.V. Campo. - M., 1989. - 464 pag.

6. Polevoy, V.V. Fitormoni [Testo] / V.V. Polevoy. - L., 1982. - 249 pag.

7. Workshop sulla fisiologia vegetale per gli studenti della Facoltà di Biologia [Testo] / comp. S.A. Stepanov. - Saratov: casa editrice Sarat. Università, 2002. - 64 p.

8. Workshop sulla fisiologia vegetale: libro di testo [Testo] / sotto. ed. V. B. Ivanova. - M.: Accademia, 2001. -144 p.

9. Workshop sulla fotosintesi e la respirazione delle piante: libro di testo [Testo] / ed. V.V. Polevoy e T.V. Chirkova, - San Pietroburgo, 1997. - 245 p.

10. Rubin, B. A. Corso di fisiologia vegetale: libro di testo [Testo] / B. A. Rubin. - M.: Più in alto. scuola, 1971. - 672 p.

11. Sabinin, D. A. Fisiologia dello sviluppo delle piante. [Testo] / D. A. Sabinin. - M., 1963. -320 p.

12. Salamatova, T. S. Fisiologia delle cellule vegetali: libro di testo [Testo] / T. S. Salamatova. - L., 1983. - 232 pag.

13. Shkolnik, M. Ya. Microelementi nella vita delle piante [Testo] / M. Ya. Shkolnik. - L., 1974. - 324 pag.

14. Yakushkina, N. I. Fisiologia vegetale: libro di testo [Testo] / N. I. Yakushkina. - M., 1993.

15. Yakushkina, N. I. Fisiologia vegetale: libro di testo. per gli studenti [Testo] /
N. I. Yakushkina, E. Yu. Bakhtenko. - M., 2005. - 463 pag.

1. Belikov, P. S. Fisiologia vegetale. [Testo] / P. S. Belikov, G. A. Dmitrieva. - M.: Casa editrice dell'Università russa dell'Amicizia dei Popoli, 1992. - 376 p.

2. Gusev, N. A. Lo stato dell'acqua nella pianta. [Testo] / N. A. Gusev. - M., 1974. -130 p.

3. Dibbert, E . Fisiologia delle piante. [Testo] / E. Dibbert. - M.: Mir, 1976. - 423 p.

4. Maksimov, N. A. Corso breve di fisiologia vegetale: libro di testo [Testo] / N. A. Maksimov. - M.: Selkhozgiz, 1958. - 354 p.

5. Sleicher, R. Regime idrico delle piante [Testo] / R. Sleicher. - M., 1970, - 265 pag.

Allegato 1

Esercitazioni sul campo in fisiologia vegetale

La pratica sul campo in fisiologia vegetale serve ad acquisire competenze pratiche nel determinare la composizione fisiologica delle piante in un ambiente naturale.

Durante la pratica sul campo si prevede di risolvere quanto segue compiti :

Consolidare e approfondire le conoscenze teoriche della fisiologia vegetale;

Padroneggiare i metodi per condurre esperimenti sul campo e sulla vegetazione;

Studiare il ritmo stagionale delle piante e valutarne lo stato utilizzando apparecchiature di campo e metodi di analisi sperimentale;

Conoscere gli ultimi risultati nel campo dell'aumento della produttività e della coltivazione di prodotti rispettosi dell'ambiente;

Studiare l'influenza di vari fattori ambientali in condizioni naturali sui processi fisiologici delle piante.

Lezione 1. Metodi di ricerca

Esercizio 1. Metodi di ricerca generali (Workshop sulla fisiologia vegetale / a cura di V. B. Ivanov. M.: Academy, 2001. P. 4-8).

Compito 2. In tutti i compiti successivi, eseguire l'elaborazione statistica dei risultati (Workshop sulla fisiologia vegetale / a cura di V. B. Ivanov. M.: Academy, 2001. P. 121-125).

Lezione 2. Crescita e sviluppo delle piante

Esercizio 1. Studiare l'altezza della pianta (8-10 specie), la lunghezza e la larghezza delle foglie delle erbe infestanti sui bordi delle strade, nelle aree con rifiuti domestici; in luoghi asciutti e umidi. Monitorare il grado di ramificazione, la presenza di organi riproduttivi (fiori e frutti) e contarne il numero. Compila la tabella 1. Trai le conclusioni.

Tabella 1

Compito 2. Un indicatore di sviluppo è la formazione di organi riproduttivi (fiori e frutti). Studiare la fruttificazione di diverse specie vegetali (10-12 specie) in diverse condizioni ambientali (in luce e ombra, su terreno compatto e terreno sciolto). Rispondi alla domanda: in quali condizioni (ottimali o estreme) la fruttificazione è più intensa? Visualizzare graficamente i risultati.

Lezione 3. Regime idrico delle piante

Esercizio 1. Movimento dell'acqua e delle sostanze in essa disciolte lungo il fusto. Metti i germogli di un albero o arbusto (8-10 specie) in un vaso con acqua colorata con vernice rossa. Dopo 2-4 ore, eseguire diversi tagli a diverse altezze. Il legno diventerà rosso. Determina quali steli delle piante trasportano l'acqua più velocemente. Trarre conclusioni.

Compito 2. Osserva il fenomeno della traspirazione nel seguente esperimento: metti un germoglio di pianta in un recipiente ben chiuso. Dopo un po' di tempo, sulla sua parete appariranno gocce d'acqua. Osserva questo fenomeno su 6-8 specie di piante. Trarre conclusioni.

Compito 3. Resistenza delle piante all'avvizzimento. Le piante (8-10 specie) vengono tagliate e lasciate appassire per 1-2 giorni. Quindi mettilo in acqua. Osserva quali specie si riprendono. Nell'esperimento, utilizzare piante acquatiche e semiacquatiche, muschi, piante erbacee, germogli di alberi e arbusti. Trarre conclusioni.

Lezione 4. Fotosintesi

Esercizio 1. Studio delle caratteristiche anatomiche delle piante fotofile e tolleranti all'ombra.

Raccogli le foglie della stessa pianta, ma con diversi livelli di luce; foglie di piante che amano l'ombra, tolleranti all'ombra e che amano la luce. Utilizzando un microscopio, confrontare il rapporto tra tessuti colonnari e spugnosi. Trarre conclusioni.

Compito 2. Prestare attenzione alla colorazione delle foglie prima della caduta delle foglie. Ciò è dovuto alla distruzione della clorofilla e alla manifestazione di altri pigmenti (xantofilla, carotene, antocina, ecc.). Fai bollire la foglia rossa in acqua, diventerà verde o gialla. Il pigmento rosso della cellula andrà nell'acqua. Apparirà la clorofilla, se non è tutta distrutta, oppure un pigmento giallo. Osservare 10-12 specie. Trarre conclusioni.

Lezione 5. Dormienza delle piante

Esercizio 1. Il significato biologico della caduta delle foglie (caduta dei rami) è quello di ridurre l'evaporazione in inverno. Prestare attenzione al meccanismo di caduta delle foglie (formazione di uno strato separatore al confine tra picciolo e fusto). Le foglie grandi solitamente cadono prima di quelle piccole. Osservare 10-12 specie. Trarre conclusioni.

Compito 2. Studia le caratteristiche della preparazione delle piante alla dormienza invernale (10-12 piante) (in base al grado di lignificazione dei germogli, sviluppo dei germogli di ripristino). Compila la tabella. Fornire un'analisi scritta dei risultati ottenuti.

Compito 3. Studio della morte delle piante per freddo. Metti i germogli di 10-15 tipi di piante in frigorifero per 10-12 ore. Effettuare l'analisi morfologica il giorno successivo.

Appendice 2

Test sulla fisiologia vegetale

opzione 1

1. Fasi chiare e scure della fotosintesi.

2. L'influenza delle condizioni esterne sulla crescita delle piante.

3. Quando una giovane foglia di Elodea veniva immersa in una soluzione ipertonica di saccarosio, si verificava la plasmolisi convessa nelle cellule che avevano completato la crescita dopo 20 minuti, mentre la plasmolisi concava persisteva nelle cellule in crescita per circa 1 ora. Come spiegare i risultati ottenuti?

4. Perché il tintinnio del tronco porta alla morte di un albero?

opzione 2

1. Il ruolo dei macroelementi nella nutrizione minerale delle piante.

2. Caratteristiche della crescita cellulare.

3. Il germoglio, pesato immediatamente dopo il taglio, ha una massa di 10,26 g e dopo 3 minuti - 10,17 g L'area fogliare è di 240 cm 2. Determinare il tasso di traspirazione.

4. Quali sono le cause fisiologiche della caduta delle foglie autunnali negli alberi delle zone temperate?

Opzione 3

1. Il ruolo dei microelementi nella nutrizione minerale delle piante.

2. Tipi di crescita degli organi vegetali.

3. Alcune piante da interno hanno gocce d'acqua sulla punta delle foglie poco prima che piova. Come spiegare questo fenomeno?

4. Come determinare se i reni sono in uno stato di dormienza profonda o se la loro dormienza è forzata?

Opzione 4

1. Ecologia della fotosintesi.

2. Coltura di tessuti isolati.

3. Come spiegare il rigonfiamento dei semi oleosi nell'acqua, nonostante i grassi abbiano proprietà idrofobiche?

4. La cella viene immersa nella soluzione. La pressione osmotica della linfa cellulare è 1 MPa, esterna 0,7 MPa. Dove andrà l'acqua? (Esamina tre casi possibili.)

Opzione 5

1. Fase anaerobica della respirazione.

2. Caratteristiche della germinazione dei semi.

3. È possibile togliere l'acqua da una cellula dopo che ha raggiunto uno stato di completo avvizzimento, cioè di completa perdita di turgore? Spiegare.

4. Come dimostrare la necessità di luce per la fotosintesi utilizzando il metodo del test dell'amido?

Opzione 6

1. Fase aerobica della respirazione.

2. Basi fisiologiche della dormienza delle piante.

3. Quali sono la forza di aspirazione della cella e la pressione di turgore pari a: a) quando la cella è completamente satura di acqua, b) durante la plasmolisi?

4. Come spiegare i diversi colori di un estratto alcolico da una foglia verde se osservato in luce trasmessa e riflessa?

Opzione 7

1. L'influenza di fattori esterni e interni sul processo di respirazione.

2. Fasi di sviluppo della pianta.

3. Quali parti della pianta hanno un contenuto maggiore di elementi di cenere: nel legno o nelle foglie, nelle foglie vecchie o giovani? Come spiegare queste differenze?

4. Utilizzando quale reazione puoi dimostrare che la clorofilla è un estere?

Opzione 8

1. Modi di regolazione del metabolismo respiratorio.

2. L'influenza delle condizioni esterne sul processo di sviluppo.

3. Qual è il significato biologico della colorazione rossa delle alghe delle profondità marine?

4. Quali piante hanno una maggiore pressione osmotica della linfa cellulare: quelle che crescono su terreni salini o piante su terreni non salini; quelli che sono cresciuti in un luogo ombreggiato e umido o quelli che crescono nella steppa? Come spiegare queste differenze?

Appendice 3

Domande per l'esame di fisiologia vegetale

1. Il concetto di fisiologia vegetale.

2. Breve storia dello sviluppo della fisiologia vegetale.

3. Elementi strutturali della cellula e loro significato.

4. Permeabilità cellulare per vari composti.

5. Trasporto passivo.

6. Trasporti attivi.

7. Metabolismo ed energia nella cellula.

8. Metabolismo idrico dell'organismo vegetale.

9. Diffusione, osmosi, pressione osmotica e suo significato per la vita vegetale.

10. L'apparato radicale come organo di assorbimento dell'acqua.

11. Principali motori della corrente dell'acqua.

12. Movimento dell'acqua in tutta la pianta.

13. L'influenza delle condizioni esterne sul flusso d'acqua nella pianta.

14. Traspirazione, il suo significato.

15. Concetto generale di fotosintesi.

16. Pigmenti plastidi

17. Fasi chiare e scure della fotosintesi.

18. Ecologia della fotosintesi.

19. Trasformazione delle sostanze in una pianta e respirazione.

20. Fattori che influenzano il processo di respirazione.

21. Respirazione aerobica e anaerobica.

22. Fermentazione.

23. Composizione elementare della pianta. Composizione delle ceneri vegetali.

24. Significato fisiologico dei macroelementi.

25. Significato fisiologico dei microelementi.

26. Il ruolo delle radici nella vita delle piante.

27. Nutrizione delle piante con azoto.

28. Caratteristiche dell'assorbimento dell'azoto molecolare.

29. Movimento degli elementi minerali della nutrizione.

30. Il ciclo dei minerali in una pianta.

31. Movimento delle sostanze organiche in tutta la pianta.

32. Crescita delle piante. Tipi di crescita.

33. Crescita delle piante e condizioni esterne.

34. Fasi di sviluppo della pianta.

35. Regolazione del processo di sviluppo.

36. L'influenza delle condizioni esterne sul processo di sviluppo.

37. Auxine.

38. Gibberelline.

39. Citochinine.

40. Inibitori della crescita

41. Movimenti delle piante.

42. Tropismi e cose cattive.

43. Dormienza delle piante.

44. Dormienza dei semi.

45. Riposo dei reni.

46. ​​​​Regolamentazione dei processi di riposo.

47. Il concetto di stress.

48. Resistenza delle piante alle basse temperature.

49. Resistenza al sale.

50. Resistenza alla carenza di ossigeno.

51. Resistenza ai gas.

52. Resistenza delle piante alle malattie infettive.

Pubblicazione didattica e metodologica

Marina Anatolyevna Zanina

Fisiologia vegetale

Manuale didattico e metodologico

per gli studenti a tempo parziale

Facoltà di Ecologia e Biologia

Redattore M. B. Ivanova

Correttore di bozze N. N. Drobysheva

Design della copertina di N. N. Drobysheva

Ed. l. ID n. 01591 del 19/04/2000.

Firmato per la pubblicazione il 16 settembre 2005. Formato 60x84 1/16.

Carta offset. Carattere tipografico "Times".

Ed. accademica l. 2.92. Condizionale forno l. 4.0.

Tiratura 100 copie. Numero d'ordine.

Casa editrice "Nikolaev",

Balashov, regione di Saratov, casella postale 55.

Stampato dal layout originale,

prodotto dal gruppo editoriale
Ramo Balashovsky

Università statale di Saratov

loro. N. G. Chernyshevskij.

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IP "Nikolaev", lett. PLD n. 68-52

412340, Balashov, regione di Saratov,

st. K.Marx, 43.

Capitolo 1. FISIOLOGIA DELLE CELLULE VEGETALI (T. V. Karnaukhova)
Lavoro 1. L'influenza degli anioni e dei cationi salini sulla forma e sul tempo della plasmolisi
Lavoro 2. Osservazione della plasmolisi del cappuccio
Lavoro 3. Osservazione dei segni di danno cellulare (maggiore affinità per i coloranti e strutturazione del nucleo e del citoplasma)
Lavoro 4. Diagnosi del danno al tessuto vegetale aumentandone la permeabilità
Lavoro 5. Determinazione della vitalità dei semi mediante colorazione citoplasmatica
Lavoro 6. Determinazione del punto isoelettrico dei tessuti vegetali mediante il metodo colorimetrico
Lavoro 7. Osservazione dell'effetto della luce sulla velocità del movimento citoplasmatico
Lavoro 8. Determinazione della potenziale pressione osmotica della linfa cellulare mediante plasmolisi
Lavoro 9. Determinazione della concentrazione della linfa cellulare e della potenziale pressione osmotica mediante metodo rifrattometrico
Lavoro 10. Determinazione del potenziale idrico del tessuto vegetale mediante il metodo delle strisce secondo Lilienstern
Lavoro 11. Determinazione del potenziale idrico delle foglie utilizzando il metodo Shardakov
Lavoro 12. Determinazione del potenziale idrico del tessuto vegetale mediante il metodo rifrattometrico secondo Maksimov e Petinov
Capitolo 2. ELETTROFISIOLOGIA (L. A. Panichkin)
Lavoro 13. Determinazione dei gradienti biopotenziali tra le zone radicali e la loro dipendenza dalla composizione ionica del mezzo
Lavoro 14. Determinazione della dipendenza dei biopotenziali delle cellule radicali dalla temperatura
Lavoro 15. Determinazione della differenza di biopotenziali tra aree danneggiate e non danneggiate del tessuto vegetale
Lavoro 16. Osservazione dei cambiamenti indotti dalla luce nella differenza potenziale delle cellule fotosintetiche
Lavoro 17. Determinazione dei biopotenziali d'azione nei segmenti dello stelo del girasole
Lavoro 18. Osservazione della specificità delle reazioni bioelettriche delle piante
Lavoro 19. Determinazione della conduttività elettrica di tuberi di patata danneggiati e sani
Lavoro 20. Determinazione della dipendenza della conduttività elettrica del tessuto fogliare del grano dalle condizioni di nutrizione minerale e regime idrico
Capitolo 3. SCAMBIO D'ACQUA (I. V. Pilshchikova)
Lavoro 21. Determinazione del contenuto di acqua e di sostanza secca nel materiale vegetale
Lavoro 22. L'influenza della temperatura sulla velocità e sulla forza motrice del rilascio della linfa
Lavoro 23. L'influenza dei farmaci del gruppo 2,4-D sull'attività di pompaggio del sistema radicale delle piante
Opera 24. Confronto della traspirazione della pagina superiore e inferiore della foglia utilizzando il metodo del cloruro di cobalto secondo Stahl
Lavoro 25. Determinazione dell'intensità della traspirazione e relativa traspirazione mediante bilance tecniche
Lavoro 26. Determinazione dell'intensità della traspirazione nelle foglie tagliate mediante bilance di torsione secondo Ivanov
Lavoro 27. Determinazione dell'intensità della traspirazione utilizzando un transpirometro elettronico progettato da A. P. Vaganov
Lavoro 28. Osservazione della ridistribuzione del potassio durante il movimento stomatico
Lavoro 29. Determinazione dello stato degli stomi utilizzando il metodo di infiltrazione Molisch
Lavoro 30. Determinazione del grado di apertura stomatica su un'epidermide fissa secondo Lloyd
Opera 31. Studio dello stato degli stomi utilizzando il metodo dell'impronta Polacci
Lavoro 32. Determinazione della carenza idrica nelle piante
Opera 33. Determinazione della capacità di ritenzione idrica delle piante mediante il metodo dell'“appassimento” secondo Arland
Lavoro 34. Determinazione della produttività della traspirazione e del coefficiente di traspirazione
Lavoro 35. L'influenza dell'umidità dell'ambiente radicale sullo scambio idrico e sulla crescita delle piante
Capitolo 4. FOTOSINTESI (V. G. Zemsky)
Lavoro 36. Determinazione delle proprietà chimiche dei pigmenti fogliari
Lavoro 37. Osservazione delle proprietà ottiche dei pigmenti
Lavoro 38. Effetto fotosensibilizzante della clorofilla sulla reazione di trasferimento dell'idrogeno secondo Gurevich
Lavoro 39. Determinazione quantitativa dei pigmenti
Opera 40. Separazione dei pigmenti fogliari mediante metodo cromatografico a colori
Lavoro 41. Determinazione del contenuto di pigmenti nelle foglie mediante cromatografia su carta
Lavoro 42. Determinazione dell'intensità della fotosintesi mediante l'assorbimento di CO2 nel flusso d'aria
Lavoro 43. Metodo fotocolorimetrico per determinare il contenuto di carbonio nelle foglie mediante combustione umida in una miscela di cromo secondo Kh. K. Alikov
Lavoro 44. Determinazione della produttività netta della fotosintesi
Lavoro 45. Determinazione dell'area fogliare
Capitolo 5. RESPIRAZIONE (L. V. Mozhaeva)
Lavoro 46. Rilevazione di deidrogenasi nelle piante mediante riduzione del dipitrobenzene
Lavoro 47. Determinazione dell'attività delle deidrogenasi utilizzando il metodo di infiltrazione sotto vuoto secondo Pylnev
Lavoro 48. Rilevazione della perossidasi e determinazione della sua attività
Lavoro 49. Determinazione dell'attività dell'ortodifenolo ossidasi secondo Boyarkin
Lavoro 50. Determinazione dell'attività della catalasi negli oggetti vegetali
Lavoro 51. Determinazione del contenuto di acido ascorbico, glutatione e dell'attività riducente generale del tessuto vegetale utilizzando il metodo Petta modificato da Prokoshev
Lavoro 52. Osservazione dell'effetto del dinitrofenolo sul flusso di acqua nel tessuto di un tubero di patata
Lavoro 53. Determinazione della velocità di respirazione dei semi in un vaso chiuso
Lavoro 54. Determinazione della velocità di respirazione dei semi germinanti in un flusso d'aria
Lavoro 55. Determinazione del coefficiente respiratorio dei semi germinanti
Lavoro 56. Determinazione dell'intensità respiratoria e del coefficiente respiratorio utilizzando il dispositivo Warburg
Capitolo 6. NUTRIZIONE MINERALE (A. E. Petrov-Spiridonov. Ya. M. Gellerman)
Lavoro 57. L'influenza dei singoli elementi della miscela nutritiva sulla crescita delle piante
Lavoro 58. Modifica del pH della soluzione nutritiva da parte del sistema radicale della pianta
Lavoro 59. Crescita delle radici del grano in una soluzione di sale puro e una miscela di sali (antagonismo di ioni)
Lavoro 60. Determinazione del volume dell'apparato radicale utilizzando il metodo Sabinin e Kolosov
Lavoro 61. Determinazione della superficie adsorbente totale e di lavoro del sistema radicale utilizzando il metodo Sabinin e Kolosov
Lavoro 62. Determinazione della dipendenza dell'assorbimento di ioni dall'attività metabolica dei sistemi radicali
Lavoro 63. L'influenza delle fonti di nutrizione di azoto e molibdeno sull'attività della nitrato reduttasi dei tessuti vegetali
Capitolo 7. METABOLISMO (M. N. Kondratiev)
Lavoro 64. Determinazione del contenuto di proteine ​​totali
Lavoro 65. Determinazione dell'attività della proteinasi nei semi germinanti
Lavoro 66. Riserva sicuramente l'amido nei semi secondo Pochinok
Lavoro 67. Determinazione dell'attività dell'amilasi nei semi germinanti
Lavoro 68. Determinazione del contenuto di grassi mediante metodo rifrattometrico
Lavoro 69. Determinazione dell'attività della lipasi durante la germinazione dei semi
Capitolo 8. CRESCITA E SVILUPPO (M. M. Kalinkevich, E. E. Krastina)
Lavoro 70. Determinazione delle zone di crescita negli organi vegetali
Lavoro 71. Osservazione della crescita utilizzando un microscopio orizzontale
Lavoro 72. Osservazione della periodicità della crescita dei germogli degli alberi
Lavoro 73. Studio dell'effetto dell'eteroauxina sulla crescita delle radici
Lavoro 74. Studio dell'influenza dell'eteroauxina sulla radicazione delle talee di fagioli
Lavoro 75. Interruzione del periodo dormiente dei tuberi di patata utilizzando tiourea
Lavoro 76. Osservazione dell'azione selettiva (selettiva) degli erbicidi del gruppo 2,4-D
Lavoro 77. Osservazione della violazione del geotropismo delle radici sotto l'influenza dell'eosina
Lavoro 78. Osservazione della flessione epinastica e iponastica delle foglie sotto l'influenza dell'eteroauxina
Lavoro 79. Studio dell'effetto dell'acido gibberellico sulla crescita degli internodi del gambo dei piselli nani
Robot 80. Rivelazione della dominanza apicale nei piselli
Lavoro 81. Osservazione della variabilità stratificata dei caratteri morfologici
Lavoro 82. Stabilimento della reazione fotoperiodica della senape bianca
Lavoro 83. Osservazione dell'influenza del fitocromo sulla germinazione dei semi di lattuga
Lavoro 84. Determinazione del vigore di crescita dei semi utilizzando il metodo di valutazione morfofisiologica delle piantine
Capitolo 9. RESISTENZA ALLE CONDIZIONI AVVERSE (N. N. Tretyakov, K. I. Kamenskaya)
Lavoro 85. Individuazione dell'effetto protettivo degli zuccheri sul protoplasma
Lavoro 86. Studio dell'effetto dello zucchero sulle proteine ​​protoplasmatiche a temperature inferiori allo zero
Lavoro 87. Metodo per indurire e determinare la resistenza al gelo dei cereali invernali utilizzando zuccheri esogeni
Lavoro 88. Determinazione della vitalità delle colture di cereali invernali in inverno utilizzando un metodo monolitico
Lavoro 89. Determinazione dello stato dei raccolti di cereali invernali mediante ricrescita in acqua
Lavoro 90. ​​Determinazione delle condizioni delle colture invernali utilizzando il metodo accelerato
Lavoro 91. Valutazione delle condizioni dei raccolti di cereali invernali utilizzando il cono di crescita
Lavoro 92. Determinazione della vitalità delle colture di cereali invernali mediante tintura di tessuti
Lavoro 93 Valutazione della vitalità delle piante dopo lo svernamento in base allo stato dell'apparato radicale
Opera 94. Diagnostica della resistenza delle colture invernali all'inumidimento fisiologico
Lavoro 95 Determinazione del grado di indurimento delle colture di cereali invernali
Lavoro 96. Determinazione della resistenza al gelo delle piante utilizzando piantine
Lavoro 97. Valutazione della resistenza al freddo del mais nelle prime fasi di crescita e sviluppo
Lavoro 98. Determinazione della resistenza al gelo in base al grado di permeabilità del protoplasma per gli elettroliti
Opera 99. Metodo vegetativo per valutare la resistenza delle piante alla bagnatura
Opera 100. Diagnosi precoce della resistenza delle piante alla bagnatura
Lavoro 101. Determinazione della viscosità del protoplasma di cellule vegetali di varietà diverse per resistenza al calore
Lavoro 102. Determinazione della resistenza delle piante alle influenze estreme in base al grado di danno ai tessuti contenenti clorofilla
Lavoro 103. Determinazione della soglia di temperatura per la coagulazione del citoplasma
Opera 104. Determinazione della capacità di ritenzione idrica delle piante
Lavoro 105. Determinazione della resistenza alla siccità delle piante mediante germinazione di semi in soluzioni di saccarosio
Lavoro 106. Determinazione della resistenza alla siccità delle piante in base al contenuto di frazioni strettamente legate di clorofilla a e b
Lavoro 107. Diagnostica della resistenza alla siccità e resistenza al calore delle piante mediante cambiamenti nel contenuto di amido statolitico
Lavoro 108. Determinazione della resistenza alla siccità delle piante mediante il test dell'amido
Lavoro 109. Risposta bioelettrica di piante che differiscono nella resistenza alla siccità
Lavoro 110. Determinazione della resistenza al calore delle colture mediante la resistenza dei loro tessuti alla corrente elettrica
Lavoro 111. Valutazione della resistenza alla siccità delle piante utilizzando il metodo auxanografico secondo Shevelukha
Lavoro 112. Determinazione della vitalità delle piante legnose utilizzando il metodo elettrofisiologico
Opera 113. Decisamente vitalità del polline secondo Shardakov
Lavoro 114. Determinazione della resistenza delle colture di cereali alla tossicità dei terreni acidi
Lavoro 115. Determinazione della tolleranza al sale dei cereali in base ai processi di crescita
Lavoro 116. Determinazione della tolleranza al sale delle piante in base alla quantità di albumina nelle foglie verdi
Lavoro 117. Determinazione della tolleranza al sale delle piante in base al grado di sbiadimento della clorofilla secondo Henkel
Opera 118. Determinazione della resistenza all'allettamento delle colture di cereali in base alla struttura anatomica del fusto
Applicazione
Indice bibliografico della letteratura per l'approfondimento delle singole sezioni del corso di fisiologia vegetale

LIBRI DI TESTO ED ESERCITAZIONI PER STUDENTI DEGLI ISTITUTI DI ISTRUZIONE SUPERIORE A cura del professor N. N. Tretyakov Approvato dalla Direzione principale degli istituti di istruzione superiore presso la Commissione statale del Consiglio dei ministri dell'URSS per l'alimentazione e gli appalti come sussidio didattico per gli studenti degli istituti di istruzione superiore in specialità agronomiche. 3a edizione, rivista e ampliata circa 0> J £ o a so o a BBK 41.2 P69 UDC 581.1 (076.5) Editore E. V. Kirsanova Revisori: Dottore in scienze biologiche 3. D. Barannikova, Candidati in scienze biologiche V. M. Buren e D. I. Lavrentovich Workshop sulla fisiologia vegetale / N. N. Tret-P69 yakov, T. V. Karnaukhova, L. A. Painchkin e altri - 3a ed., rivista *. e aggiuntiva - M.: Agropromizdat, 1990. - 271 p.: ill. - (Libri di testo e sussidi didattici per studenti di istruzione superiore istituzioni.) ISBN 5-10-001653-1 Mostra metodi per studiare la fisiologia di una cellula vegetale, metabolismo dell'acqua, fotosintesi, respirazione , nutrizione minerale, metabolismo, crescita e sviluppo, resistenza delle piante a condizioni sfavorevoli. La terza edizione (la seconda è stato pubblicato nel 1982) è integrato con informazioni sui metodi di valutazione dello stato delle piante in campo. * Per studenti universitari di specialità agronomiche. 3704010000-372 P - 209-90 BBK 41.2 035(01)-90 (C) Casa editrice "Kolos", 1982 © VO "Agropromizdat", 1990, ISBN 5-10-001653-1 e successive modifiche Capitolo 1 FISIOLOGIA DELLA CELLULA VEGETALE Una cellula vivente è un sistema biologico aperto che scambia materia, energia e informazioni con l'ambiente. L'esterno del CD è ricoperto da un guscio, la cui base sono sostanze di cellulosa e pectina. La parete cellulare svolge una funzione protettiva e isolante ed è anche coinvolta nell'assorbimento, nel rilascio e nel movimento delle sostanze. A causa dell'idrofilia dei componenti, la parete cellulare è satura di acqua e svolge il ruolo di tampone nell'approvvigionamento idrico della cellula. La struttura del protoplasto è basata su membrane cellulari. Sono costituite principalmente da proteine ​​e lipidi. Le molecole di queste sostanze formano una struttura ordinata a causa di legami chimici di van der Waals, idrogeno e ionici. Tutte le membrane hanno permeabilità selettiva. La membrana superficiale - il plasmalemma - isola la cellula dall'ambiente Gli organelli del citoplasma hanno le proprie membrane superficiali. Il vacuolo è limitato dalla membrana interna del citoplasma - il tonoplasto. Pertanto, le membrane effettuano la compartimentazione della cellula, cioè la dividono in aree separate - compartimenti, in cui viene mantenuto un ambiente costante - omeostasi. Le membrane costituiscono anche la struttura interna di organelli come cloroplasti e mitocondri, aumentando la superficie su cui hanno luogo i più importanti processi biochimici e biofisici. Le membrane svolgono le seguenti funzioni: regolazione dell'assorbimento e del rilascio delle sostanze; organizzazione di complessi enzimatici e pigmentati coinvolti nella fotosintesi, respirazione, sintesi di varie sostanze; trasmissione di segnali bioelettrici attraverso cellule e tessuti di un organismo vivente. Le funzioni di una cellula vegetale nel suo insieme sono determinate dall'attività coordinata dei singoli organelli. Il diametro del nucleo è di 10...30 micron. Il nucleo immagazzina le informazioni ereditarie contenute in specifiche strutture del DNA; regola anche tutti i processi vitali nella cellula. Tutte le cellule di un organismo sono totipotenti. Bpotechnology implementa con successo questa proprietà nella produzione di materiale vegetale disinfettato, nella produzione di sostanze chimiche attive e nella selezione cellulare. Il reticolo endoplasmatico (ER) è collegato alla membrana nucleare. Canali delimitati da membrana h. E. Con. penetrare nell'intero citoplasma e penetrare nelle cellule vicine attraverso i plasmodesmi. Funzioni, h. p.s. - trasporto di sostanze e trasmissione di segnali. Su una superficie granulare o ruvida, ad es. p.s. Si trovano le “fabbriche di proteine” - ribosomi costituiti da proteine ​​e RNA, la cui lunghezza varia tra 10...30 nm. Una cellula vegetale è caratterizzata dalla presenza di plastidi. I plastidi più importanti sono i cloroplasti. Il diametro dei cloroplasti è 5...10 micron. Trasformano l'energia luminosa in energia chimica. Un altro importante processo energetico (sintesi di ATP dovuta all'energia di ossidazione) avviene nei mitocondri. Sono strutture ovali o a forma di bastoncino lunghe 1...2 μm. Un sistema di tubuli e cisterne (dictiosomi), delimitati da una membrana a strato singolo , costituisce l'apparato di Golgi, la cui funzione principale è la secrezione intracellulare di sostanze necessarie per la costruzione della membrana cellulare, ecc. Gli enzimi idrolitici sono concentrati in corpi rotondi - lisosomi. Con l'aiuto degli sferosomi vengono sintetizzati i lipidi. Una pianta adulta La cellula ha un grande vacuolo con una soluzione acquosa di sostanze organiche e minerali. La concentrazione di queste sostanze nella linfa cellulare e il grado della loro dissociazione determinano la potenziale pressione osmotica della cellula - la sua capacità di assorbire acqua. L'acqua entra nella cellula da dall'esterno come risultato della differenza di potenziale chimico dell'acqua nella cella e della soluzione circostante. La differenza tra il potenziale chimico dell'acqua nella cella (|ts„) e il potenziale chimico dell'acqua pura (\ xPry), 4 relativo al volume parziale di acqua nella cella (V®), è chiamato potenziale idrico (r|)w): o, Mcho~ No(b Il potenziale chimico dell'acqua pura è sempre superiore al potenziale chimico dell'acqua nella cella, quindi il valore del potenziale idrico sempre negativo. L'entità del potenziale idrico determina la potenza di aspirazione della cellula, cioè la sua capacità di assorbire acqua in un dato momento. La forza di aspirazione della cella cambia a seconda del grado di saturazione della cella con acqua - il suo turgore. La cella ha la massima potenza di aspirazione in completa assenza di turgore. In questo momento, la capacità della cellula di assorbire acqua è determinata dalla sua potenziale pressione osmotica. La pressione di turgore è la forza con cui il contenuto saturo d'acqua di una cellula preme sulle sue pareti. In uno stato di completa saturazione della cellula con acqua, la pressione di turgore bilancia completamente la pressione osmotica e la cellula smette di assorbire acqua. Il potenziale idrico in questo momento è zero. Il movimento osmotico dell'acqua nella cellula è un processo passivo che non richiede energia I sali minerali fluiscono attraverso le membrane cellulari contro il gradiente elettrochimico con l'aiuto di proteine ​​trasportatrici specifiche con il dispendio di energia ATP Sotto l'influenza di agenti dannosi che hanno raggiunto una forza soglia, un cambiamento nello iativo (vitale) struttura delle proteine ​​si verifica nelle cellule - denaturazione. A seconda della forza e del tempo di azione dell'agente, la denaturazione può essere reversibile e irreversibile. Indipendentemente dalla natura dell'agente, quando si verifica un danno nella cellula, si verifica un complesso di reazioni di risposta non specifiche : diminuzione del grado di dispersione del citoplasma (torbidità); aumento della viscosità; aumento della permeabilità della membrana (rilascio di sostanze dalla cellula); aumento dell'affinità per i coloranti nel citoplasma e nel nucleo; spostamento nel pH del mezzo verso il lato acido; diminuzione del potenziale di membrana. Ciascuno di questi indicatori può servire come criterio per stabilire il danno cellulare e può essere utilizzato per diagnosticare la sua resistenza a condizioni ambientali sfavorevoli. 5 Lavoro 1. INFLUENZA DI ANIONI E CIONI SALI SULLA FORMA E SUL TEMPO DELLA PLASMOLISI Spiegazioni introduttive. La plasmolisi è il processo di separazione del citoplasma dalle pareti di una cellula posta in una soluzione con una "concentrazione di sali maggiore della concentrazione della linfa cellulare (soluzione ipertonica). Durante la plasmolisi, il contorno della superficie del citoplasma cambia. Inizialmente, la sua superficie sarà concava (plasmolisi concava), quindi diventa convessa ( plasmolisi convessa). Il tempo della plasmolisi è il periodo dal momento in cui il tessuto vegetale viene immerso in una soluzione plasmolitica fino all'inizio della plasmolisi convessa. Questo indicatore può caratterizzare la viscosità del citoplasma: maggiore è il tempo di plasmolisi, maggiore è la viscosità del citoplasma. Il tempo di plasmolisi è determinato studiando l'effetto dei sali sul citoplasma. Procedura operativa . Una sezione dell'epidermide dalla superficie convessa della scaglia pigmentata del bulbo viene posta in una goccia di una soluzione del sale di prova, coperta con un coprioggetto ed immediatamente esaminata al microscopio. Monitorare il cambiamento nelle forme di plasmolisi. Viene determinato il tempo di plasmolisi in ciascun sale. I risultati dell'esperimento sono registrati nel modulo (Tabella 1). 1. Influenza degli anioni e dei cationi dei sali sulla forma e sul tempo della plasmolisi Opzione sale Concentrazione della soluzione, mol: l Tempo di immersione del tessuto d soluzione, mpp Tempo di comparsa del plasma convesso: lisi, min Durata della plasmolisi, min 1 Ca (NO:l)2 0,7 2 KN03 1,0 3 KCNS 1,0 Dopo aver studiato i risultati ottenuti, si traggono conclusioni sull'influenza di cationi e anioni sulla viscosità del citoplasma. Materiali e attrezzature. Bulbo con scaglie pigmentate, soluzioni saline: 0,7 M Ca(N03)2, 1 M KNOa, 1 M KCNS. Microscopi, vetrini e vetrini coprioggetto, rasoi, b Lavoro 2. OSSERVAZIONE DELLA PLASMOLISI DEL CAP Spiegazioni introduttive. La plasmolisi del cappuccio avviene sotto l'azione di soluzioni ipertoniche di sali che penetrano nel plasmalemma, ma non passano o passano molto debolmente attraverso il tonoplasto. Tali sali causano rigonfiamento del mesonplasma e cambiamenti nella sua struttura. La plasmolisi del cappuccio comporta la formazione di cappucci di citoplasma rigonfio sui lati stretti del vacuolo. Procedura operativa. Una sezione dell'epidermide dalla superficie convessa della scaglia pigmentata del bulbo viene posta su un vetrino in una goccia di soluzione KCNS 1 M e coperta con un coprioggetto. Osservare immediatamente l'andamento della plasmolisi, prima a basso e poi a medio ingrandimento. Viene disegnata una cellula con plasmolisi del cappuccio ben definita. Sulla base delle osservazioni, si traggono conclusioni sulle proprietà del citoplasma e delle sue membrane. Materiali e attrezzature. Cipolla con scaglie colorate, soluzione 1 M K.CNS. Microscopi, vetrini e coprioggetto, bacchette di vetro, rasoi. Lavoro 3. OSSERVAZIONE DEI SEGNI DI DANNO CELLULARE (MAGGIORE AFFINITÀ PER I COLORANTI E STRUTTURAZIONE DEL NUCLEO E DEL CITOPLASMA) Spiegazioni introduttive. Il citoplasma ha una struttura intravitale complessa, alla quale sono associate le sue proprietà e funzioni. La più importante di queste proprietà è la permeabilità selettiva. Il citoplasma vivente non trattiene i coloranti vitali, che lo attraversano liberamente nel vacuolo e colorano la linfa cellulare. Dopo la morte o il danno cellulare, i coloranti vengono trattenuti nel citoplasma stesso a causa dei cambiamenti nella struttura intravitale (vitale) delle proteine. Il citoplasma acquisisce il colore appropriato. Procedura operativa. Un pezzo dell'epidermide delle squame di un bulbo di cipolla non pigmentato viene conservato in una soluzione debole di rosso neutro per 20 minuti. Dopo la colorazione, un pezzo di epidermide viene posto su un vetrino in una goccia d'acqua, coperto con un coprioggetto ed esaminato al microscopio, prima a basso e poi a medio ingrandimento. Nelle cellule viventi, i vacuoli sono colorati di cremisi con rosso neutro; il citoplasma e il nucleo non sono colorati. Nelle cellule morte, il citoplasma e il nucleo sono colorati con questo colorante. Senza rimuovere il campione dal tavolino del microscopio, utilizzare carta da filtro per aspirare l'acqua da sotto il vetro di copertura e iniettare una goccia di soluzione 1 M KN03 sotto di essa. Successivamente si osserva la plasmolisi delle cellule che hanno accumulato colorante nei vacuoli, quindi le cellule sono vive. Per monitorare i cambiamenti nella cellula durante il suo danno e la sua morte, viene utilizzato un forte veleno: l'ammoniaca. La parte inferiore del coprioggetto KN03 viene aspirata e sostituita con una goccia di soluzione di ammoniaca al 10%. Il colore del taglio diventa giallo, poiché in presenza di ammoniaca la reazione acida della linfa cellulare è cambiata in alcalina (in ambiente alcalino il rosso neutro ha una colorazione gialla). Nelle cellule uccise dall'ammoniaca, il citoplasma e il nucleo acquisiscono una struttura visibile al microscopio e si colorano di giallo-marrone. Schizzo: cellule vive di cipolla che hanno accumulato rosso neutro nei vacuoli; le stesse cellule plasmolizzate nella soluzione 1 M I dy, ml Lunghezza della striscia di tessuto, mm prima dell'immersione e della soluzione dopo essere stata nella soluzione Concentrazione della soluzione alla quale è cambiata la lunghezza della striscia, msl/l Potenziale idrico, kpa 0,6 0,5 0,4 0,3 0,2 0, 1 b 5 4 3 2 1 4 5 6 7 8 9 Materiali e attrezzature. Tuberi di patata, soluzione di saccarosio 1 M. Rack con sei provette, pipette graduate da 10 ml, pennelli, lancette, coltelli, orologi, righelli millimetrici. Lavoro 11. DETERMINAZIONE DEL POTENZIALE IDRICO DELLE FOGLIE CON IL METODO Shardakov Spiegazioni introduttive. Il metodo si basa sulla selezione di una soluzione la cui concentrazione non cambia quando il tessuto vegetale viene immerso in essa. In questo caso il potenziale osmotico della soluzione è uguale al potenziale idrico delle cellule fogliari. Procedura operativa. Le provette sono disposte su un rack su due file: cinque in alto e cinque in basso. In quelle superiori si preparano 10 ml di 0,5 M; 0,4; 0,3; Soluzioni di saccarosio 0,2 e 0,1 M diluendo una soluzione di saccarosio 1 M con acqua distillata. 0,5 ml di soluzione dalla fila superiore vengono trasferiti nelle provette della fila inferiore e tutte le provette vengono chiuse con tappi.Dieci dischi vengono ritagliati dal foglio con un trapano, per il quale il foglio viene girato con il lato inferiore rivolto verso l'alto , sotto di essa viene posta una piastra di gomma. I dischi vengono espulsi tra le vene grandi. In ciascuna provetta della fila inferiore, abbassare due dischi per 40 minuti. Ogni 10 minuti, le provette con i dischi vengono agitate. Quindi, con una bacchetta di vetro, rimuovere i dischetti e colorare le soluzioni sperimentali nelle provette della fila inferiore con blu di metile, prelevato in una piccola quantità (sulla punta delle provette pro-2* 19). Il contenuto viene agitato, ottenere una colorazione uniforme della soluzione. Per preparare una soluzione sperimentale colorata si utilizza una pipetta da 0,5 ml. L'estremità della pipetta viene abbassata nella corrispondente soluzione iniziale nella provetta della fila superiore in modo che il livello del liquido nella pipetta supera il livello della soluzione nella provetta. Rilasciare lentamente il liquido dalla pipetta nella soluzione originale, prestando attenzione alla direzione di movimento del flusso. Se la concentrazione e, quindi, la densità della soluzione colorata è aumentata rispetto al livello quelli originali, allora il flusso scenderà, se la concentrazione è diminuita, il flusso salirà. Se le concentrazioni sono uguali, il flusso viene distribuito uniformemente all'interno della provetta con la soluzione originale. Il valore del potenziale idrico basato sulla concentrazione invariata trovata sperimentalmente viene calcolato utilizzando la formula (vedi lavoro 10). I risultati dell'esperimento sono registrati nel modulo (Tabella 8). 8. Determinazione del potenziale idrico utilizzando il metodo di Shardakov Kpzentration della soluzione di saccarosio, msl/l Per 10 ml di soluzione I M soluzione di saccarosio, ml di acqua, ml V*. Direzione del movimento! NYA STREAM - Concentrazioni della soluzione esterna, stabilizzata invariata, mol/l ACQUA1 VOTATO, k Pa 0,5 5 5 0,4 4 b 0,3 3 7 0,2 2 8 0,1 1 9 Materiali e attrezzature. Piante con foglie, soluzione di saccarosio 1 M, blu metlenico. Rack con due file di provette, pipette graduate da 10 ml, pipette dosatrici da 0,5 ml, frese da 0,9 cm di diametro, piastre di gomma, pinzette, fili, tappi per provette, bacchette di vetro. Lavoro 12. DETERMINAZIONE DEL POTENZIALE IDRICO DEL TESSUTO VEGETALE MEDIANTE IL METODO RIFRATTOMETRICO SECONDO MASIMOV E PETINOV Spiegazioni introduttive. Il principio del metodo è lo stesso del lavoro 11. Ordine di lavoro. Dieci provette vengono poste su un supporto: cinque in alto e cinque in basso. Da una soluzione 1 M di zucchero-20 charosio si preparano nelle provette superiori 10 ml di 0,1 M; 0,2; 0,3; Soluzioni di saccarosio 0,4 e 0,5 M. Si trasferiscono 2 ml di liquido da quelle superiori alle corrispondenti provette inferiori e in ciascuna di esse si inseriscono, mediante una bacchetta di vetro, otto o dieci dischetti ricavati con un trapano da una lamina fogliare priva di venature. Le provette sono chiuse con tappi. Pezzi di lamine fogliari vengono lasciati in soluzioni per 40...60 minuti, agitando periodicamente le provette. Quindi i dischi vengono rimossi e le provette vengono tappate. Per determinare la concentrazione di una soluzione di saccarosio dopo che è stato inserito il materiale di prova, è possibile utilizzare rifrattometri dei marchi 06-101A o RPL. Utilizzando una bacchetta di vetro, si applicano sul prisma del rifrattometro due gocce prima della soluzione originale e poi della corrispondente soluzione sperimentale. Prima di ogni nuova determinazione, l'asta e il prisma vengono puliti con carta da filtro. Trova una soluzione la cui concentrazione non sia cambiata dopo che gli oggetti sperimentali si trovavano al suo interno. Se il potenziale idrico delle cellule fogliari è maggiore del potenziale osmotico di una soluzione, ma inferiore all'altra, per il calcolo viene presa la concentrazione media di queste due soluzioni. Il valore del potenziale idrico H-G(th) si calcola con la formula (ohm. lavoro 10). I risultati dell'esperimento vengono registrati nella seguente forma: Oggetto G Numero della provetta Letture del rifrattometro, % zucchero prima dell'esperimento dopo l'esperimento Concentrazione rimasta invariata, mol/l Potenziale idrico, kPa Materiali e attrezzature Foglie di piante, soluzione di saccarosio 1 M. Frese con un diametro di 0,0...0,8 cm, tappi di gomma per staccare i dischi dalle foglie, bacchette di vetro, provette, supporti per provette, pipette graduate da 10 ml, rifrattometri, carta da filtro Capitolo 2 ELETTROFISIOLOGIA L'elettrofisiologia è una scienza che studia l'attività elettrica degli oggetti biologici 21 in stato di riposo ed eccitazione, nonché le loro proprietà elettriche passive (resistenza, capacità) quando viene fatta passare una corrente elettrica. I metodi di ricerca elettrofisiologica consentono di ottenere informazioni sulla polarità elettrica, sulla conduttività e sullo stato funzionale di un tessuto, organo, cellula e dei suoi organelli senza lesioni significative all'oggetto. Questi metodi sono strettamente quantitativi e, quando si utilizzano moderni dispositivi elettronici, consentono la registrazione automatica e l'elaborazione computerizzata dei risultati sperimentali. I metodi utilizzati in elettrofisiologia sono indispensabili per lo studio del processo di eccitazione, poiché questa proprietà dei sistemi viventi si basa sui cambiamenti nella polarità elettrica delle membrane. A sua volta, il funzionamento delle membrane è associato alla loro polarità elettrica.Registrazione del potenziale di membrana differenza fornisce informazioni importanti nello studio del trasporto ionico , delle interazioni intercellulari, della natura del sistema di regolamentazione delle piante. In medicina, le informazioni sul lavoro del cuore, del cervello o dei muscoli si ottengono monitorando i segnali elettrici che accompagnano la loro attività. il materiale accumulato dagli elettrofisiologi testimonia l'unità delle proprietà elettriche dei sistemi viventi. Contrazione e rilassamento dei muscoli, movimenti catturanti, drosere, cambiamenti nell'attività funzionale del cervello o della radice delle piante: tutti questi processi sono associati a breve o lungo termine riarrangiamenti elettrici a lungo termine delle membrane, cambiamenti nella polarità elettrica di organelli, cellule e persino organi e tessuti. Il compito dell'elettrofisiologia vegetale non è solo quello di rivelare la natura e il ruolo dell'elettrogeosi, ma anche nell'uso pratico di queste conoscenze per la diagnosi lo stato funzionale e il controllo dei processi fisiologici delle piante. Potenziali bioelettrici delle piante; termini di base dell'elettrofisiologia. I potenziali bioelettrici delle piante sono la differenza di potenziali elettrici tra le superfici esterne ed interne delle membrane delle cellule e dei loro organelli, nonché tra organelli, cellule, tessuti e organi delle piante che differiscono per attività funzionale e/o metabolica. La differenza di potenziale elettrico della membrana comprende gradienti di cariche elettriche causati dalla polarità delle cariche fisse (potenziale di Donnan); asimmetria della distribuzione degli ioni, principalmente K+ (potenziale di diffusione), nonché il funzionamento delle pompe elettrogeniche. Il plasmalemma è più polarizzato (100...200 mV), meno polarizzati sono il tonoplasto (6...30 mV) e la membrana cellulare (10...15 mV). Il citoplasma della cellula è carico negativamente rispetto alla soluzione esterna e al vacuolo. La differenza di potenziale su entrambi i lati della membrana è spessa solo 5,0. .10 nm crea un campo elettrico con un'intensità di circa 100.000 V/cm, che gioca un ruolo importante nei processi di trasformazione dell'energia di assorbimento, trasporto e distribuzione degli ioni organici e inorganici.Sono presenti potenziali bioelettrici (biopotenziali) di riposo e potenziali d'azione. I biopotenziali di riposo sono il livello di differenza di potenziale, ad esempio, tra l'ambiente intracellulare ed esterno, tra le zone radicali in condizioni stazionarie. - Sotto l'influenza di stimoli (cambiamenti nella composizione ionica della soluzione, temperatura, illuminazione, pressione meccanica, azione di sostanze fisiologicamente attive, corrente elettrica, ecc.) questo livello può cambiare. La diminuzione delle differenze di potenziale è chiamata depolarizzazione e un aumento è chiamato iperpolarizzazione. Con una diminuzione significativa della differenza di potenziale intracellulare fino a un certo livello di soglia, si osserva un brusco cambiamento nella permeabilità della membrana e un'inversione dei flussi ionici: gli ioni calcio provenienti dall'ambiente esterno che circonda la cella entrano nella cella, mentre gli ioni cloro e gli ioni potassio lasciano la cella nella soluzione di lavaggio. Quando eccitato, è possibile un cambiamento a breve termine nella polarità elettrica del plasmalemma: la sua superficie esterna diventa carica negativamente rispetto a quella interna. La forma più generale di reazione dei sistemi viventi è l'eccitazione locale, limitata al luogo di applicazione dell'irritazione e. chiamata eccitazione locale. Nel caso di una stimolazione sufficientemente forte - soglia e supersoglia - l'eccitazione si diffonde lungo una cellula o un numero di cellule in grado di condurre l'eccitazione. 23 L'eccitazione diffusa, o corrente d'azione, viene registrata sotto forma di una variazione a due fasi della differenza di potenziale. Quando si studiano le risposte bioelettriche, viene preso in considerazione quanto segue: il tempo dal momento in cui lo stimolo viene applicato all'oggetto fino alla comparsa della risposta - il periodo di latenza; la deviazione massima della differenza potenziale durante l'eccitazione - l'ampiezza della reazione bioelettrica; tempo di salita e tempo di caduta del potenziale d'azione; la velocità di propagazione dell'onda di eccitazione (potenziale d'azione), determinata utilizzando due elettrodi in base al tempo in cui l'onda viaggia attraverso lo spazio interelettrodico, nonché il periodo refrattario - il tempo durante il quale una cellula o un tessuto è completamente o parzialmente non eccitabile dopo la precedente eccitazione. La velocità di propagazione del potenziale d'azione nelle cellule nervose animali è migliaia di volte maggiore che nelle cellule vegetali. Tuttavia, in alcuni rappresentanti del mondo animale, ad esempio nella lumaca, la velocità di propagazione dell'eccitazione elettrica è la stessa delle piante (0,2. . 0,05 cm/s). I biopotenziali a riposo e l'ampiezza dei potenziali d'azione delle cellule vegetali sono generalmente superiori a quelli degli animali. Quando i potenziali d'azione vengono registrati in una cellula, la loro velocità e ampiezza rimangono invariate. Il processo di propagazione dell'eccitazione nelle piante superiori copre migliaia di cellule specializzate adiacenti ai vasi dello xilema e del floema e, quando trasmessa su lunghe distanze, l'onda di eccitazione può svanire e avere velocità diverse nelle direzioni basipeta e acropeta. Nelle piante superiori, la velocità e l'ampiezza dell'onda di eccitazione sono influenzate dai flussi di ioni acqua che si muovono attraverso lo xilema. Qualsiasi impatto fisico e chimico di forza sufficiente sulla cellula modifica le proprietà strutturali, funzionali ed elettriche delle membrane cellulari, provocando una reazione bioelettrica e una ridistribuzione degli ioni. Sulla base dei parametri delle reazioni bioelettriche, si può giudicare lo stato fisiologico, la reattività della pianta e dei suoi organi, la natura e la forza dell'effetto. Le risposte bioelettriche dipendono anche dal tipo, dalla varietà e dall'età della pianta. I potenziali d'azione (correnti) nelle piante, come negli animali, 24 effettuano una rapida comunicazione diretta e di feedback tra cellule, tessuti e organi. Strumenti ed elettrodi per lo studio dei biopotenziali delle piante. Le membrane delle cellule vegetali hanno un'elevata resistenza: circa 50.000 Ohm-cm2. Pertanto, quando si registrano i potenziali bioelettrici, vengono utilizzati millivoltmetri a corrente continua ad alta resistenza, ad esempio pHmetri da laboratorio. Per rimuovere i biopotenziali delle piante vengono utilizzati elettrodi da laboratorio non polarizzanti, solitamente cloruro d'argento (EVL-1MZ, ecc.), in modo che la differenza di potenziale misurata non sia influenzata da e. d.s. polarizzazione degli elettrodi. I biopotenziali intracellulari vengono registrati utilizzando microelettrodi, superficiali - attraverso garza bagnata, cotone e altri stoppini. Per studiare la dinamica o i rapidi cambiamenti delle differenze di potenziale, ad esempio le reazioni bioelettriche delle piante, vengono utilizzati la registrazione di millivoltmetri CC o i computer. Conduttività elettrica dei tessuti vegetali come indicatore del loro stato funzionale. La conduttività elettrica del tessuto vegetale è determinata dall'interazione del campo elettrico imposto con le cariche libere e legate dell'oggetto. Dipende sia dalle proprietà del campo elettrico (corrente continua o alternata) sia dalle proprietà dell'oggetto. La conduttività elettrica, misurata facendo passare corrente continua, è determinata principalmente dalle cariche libere. Durante il passaggio della corrente alternata, le cariche legate sono essenziali. La conduttività elettrica totale dipende dalla frequenza della corrente alternata. Una corrente elettrica continua, attraversando il tessuto vegetale, si dirama, come attraverso un sistema di conduttori, con resistenze diverse. La resistenza più bassa (il reciproco della conduttività elettrica) ha pareti cellulari idratate che conducono bene la corrente elettrica. Una resistenza molto maggiore è esercitata dalle membrane i cui strati lipidici fungono da buoni isolanti. La resistenza dei plasmodesmi, che forniscono contatti intercellulari, è decine di volte inferiore alla resistenza della membrana, ma è anche piuttosto elevata. Per la corrente alternata, soprattutto alle alte frequenze, gli strati lipidici delle membrane non fungono da barriera significativa, pertanto la resistenza degli oggetti biologici misurata durante il passaggio della corrente alternata è inferiore rispetto al passaggio della corrente continua. Strumenti ed elettrodi per la misura della conducibilità elettrica. Le apparecchiature di misurazione quando si studia la conduttività elettrica delle membrane citoplasmatiche o dei tessuti vegetali devono essere altamente sensibili, cioè registrare i cambiamenti nella corrente elettrica con una forza dell'ordine di 10-10.. LO-9 A quando si eseguono esperimenti su singole cellule. L'intensità totale della corrente elettrica che passa attraverso il tessuto, comprese migliaia di cellule collegate in parallelo e in serie, non dovrebbe essere superiore a 10-6.. LO-5 A. Uso di corrente 10-3 per misurare la conduttività elettrica dei tessuti vegetali . .L O-4 A provoca danni termici, interruzione della polarizzazione naturale delle membrane, ovvero "rottura". Gli elettrodi possono essere applicati al tessuto (solitamente tramite cuscinetti inumiditi) o inseriti al suo interno. Per misurare la conduttività elettrica delle membrane cellulari, vengono utilizzati microelettrodi di vetro riempiti con una soluzione KS1 2,5 M e collegati elettroliticamente ad elettrodi non polarizzanti (cloruro d'argento). Per misurare la conduttività elettrica dei tessuti vegetali vengono utilizzati elettrodi metallici o di grafite che vengono inseriti nel tessuto. Per evitare la polarizzazione degli elettrodi, le misure vengono eseguite con corrente alternata con una frequenza di circa 103...104 Hz. B. N. Tarusov ha proposto un metodo per determinare la vitalità degli oggetti biologici in base al coefficiente di polarizzazione: il rapporto tra le resistenze misurate durante il passaggio di correnti ad alta (106 Hz) e bassa frequenza (103 Hz). Lavoro 13. DETERMINAZIONE DEI GRADIENTI DI BIOPOTENZIALI FRA LE ZONE RADICALI E LORO DIPENDENZA DALLA COMPOSIZIONE IONICA DELL'AMBIENTE Spiegazioni introduttive. La radice è divisa in tre zone principali (divisione, allungamento e peli radicali), differenti per caratteristiche anatomiche, biochimiche e funzionali. Le cellule della zona del meristema sono caratterizzate da un'elevata attività fisiologica 26 Fig. 1. Installazione per misurare la differenza di potenziale tra le zone centrali: 1 - righello millimetrato; 2 - soluzione di 1 mM KC1 + 0,5 mM CaCla; th - piantina di mais di cinque giorni; 4 - elettrodi di cloro-zolfo non polarizzanti del tipo EVL-ZM; 5 - supporto in plexiglass per elettrodi; 6 - treppiede; 7 - stoppini in cotone (per mais 0...2 mm dalla punta della radice). Non hanno un grande vacuolo centrale e l'intero volume è pieno di citoplasma con piccoli vacuoli inclusi al suo interno. Nella zona dell'allungamento e dei peli radicali, il vacuolo è completamente formato. L'assorbimento attivo degli ioni e i loro flussi passivi non sono gli stessi nelle zone radicali. La natura dell'assorbimento del potassio (il principale ione che determina il potassio) dipende dalla sua concentrazione nella soluzione esterna. Pertanto, nella radice delle piantine di mais di cinque giorni, le cellule della zona di allungamento e i peli radicali assorbono il potassio attivamente dalla soluzione lCHM e passivamente dalla soluzione 10-3M. Lo scopo del lavoro è dimostrare gradienti significativi di biopotenziali lungo la radice e mostrare la dipendenza di questi gradienti dalla composizione ionica del mezzo. Procedura operativa. Determinazione dei gradienti b i o i o t s i c i a l o v. Vengono misurati l'entità e il segno della differenza di potenziale (DP) tra gli elettrodi polarizzanti in una soluzione di 1 mM CSC-0,5 mM CaCl2. Viene selezionata una coppia di elettrodi, la cui differenza di potenziale non supera i 10 mV. La radice di una piantina di mais di cinque giorni è fissata in un morsetto di gomma di un elettrodo di cloruro d'argento ad una distanza di 1 cm dal chicco (Fig. 1). Il secondo elettrodo è immerso in una soluzione: 1 mM KC1 -1-0,5 mM. SaS. La radice della piantina viene accuratamente immersa nella soluzione ad una profondità di 1 mm. Le letture vengono prese dalla scala del millivoltmetro, sottraendo (tenendo conto del segno) l'RP iniziale "tra gli elettrodi. Successivamente, viene registrata la differenza di tensione - costante Iusimtelk * - tan. SRN-metro). 27 9. Dipendenza del differenza di potenziale tra le zone radicali alla profondità della sua immersione Nome Profondità di immersione radicale, mm I 3 5 7 10 15 30 25 Differenza potenziale, mV: tra la parte della radice immersa nella soluzione e la sua base tra le zone radicali durante la fase graduale immersione della radice - prima ogni 2 mm, poi ogni 5 mm. I risultati sono registrati nel modulo ( Tabella 9). Stabilire la dipendenza dei gradienti biopotenziali dalla composizione ionica del mezzo. La radice di un bambino di cinque giorni La piantina di mais viene fissata in un morsetto per elettrodo a una distanza di 1 cm dal chicco. Un altro elettrodo viene abbassato nella soluzione di prova. Con l'immersione sequenziale (passo) della radice, il segno e l'entità della differenza potenziale nelle soluzioni di KS1 e CaS12 alle seguenti concentrazioni: 0,1, 1,0, 10,0 mM e in soluzioni tampone di KS1 con pH: 5,0, 7,0, 9,0. Sulla base dei dati sperimentali, viene costruito un grafico: lungo l'asse delle ordinate sono tracciati i valori della differenza di potenziale per ciascuna delle tre zone radicali (in millivolt) e lungo l'asse delle ascisse le concentrazioni dei cationi testati. Si nota la dipendenza della differenza di potenziale dalla concentrazione di potassio e dal pH delle soluzioni. Materiali e attrezzature. Piantine di mais di cinque giorni, soluzione di 1 mM KCl + 0,5 mM CaCL; 0,1; 1,0; Soluzioni da 10,0 mM di KG1 e CaC12; 0,1 milioni; 1,0; 10,0; Soluzioni di CaCl da 100,0 mM, soluzioni tampone, con pH: 5,0; 7,0; 9,0. Becher da 100 ml alti 8...10 cm, elettrodi di cloruro d'argento, supporti con portaelettrodi, millivoltmetro DC (pHmetro). Lavoro 14. STABILIRE LA DIPENDENZA DEI BIOPOTENZIALI DELLE CELLULE RADICALI SULLA TEMPERATURA Spiegazioni introduttive Uno dei componenti della differenza nei potenziali bioelettrici è dovuto al lavoro di 28 pompe elettrogeniche a membrana ed è quindi associato al principale processo energetico: la respirazione. La respirazione a basse temperature può essere "trasformata" off" Questo è accompagnato dalla depolarizzazione della cellula. Lo scopo del lavoro è identificare la dipendenza della differenza di potenziale di membrana delle cellule epidermiche della radice dalla temperatura e determinare il coefficiente di temperatura di questa dipendenza. Procedura di lavoro. Determinazione di la dipendenza dei potenziali di membrana delle cellule radicali dell'epidermide dalla temperatura Le quattro radici Una piantina di zucca di sei giorni lunga 5...6 cm è fissata in una camera a fessura profonda 3 mm e larga 1,5 mm, tagliata una lastra di plexiglass dello spessore di 4 mm (Fig. 2). Una soluzione di pt (1 mM KSI-0,5 mM CaCL) viene fatta passare attraverso la camera. Nella parete laterale della camera è presente un foro del diametro di 1 mm attraverso il quale viene inserito il microelettrodo. -Per raffreddare la soluzione radicale, la camera è fissata sul pilastro termico di un microfrigorifero TOO 11 collegato alla rete elettrica tramite un autotrasformatore - ^L / //y n 12 13 Fig. 2. Schema a blocchi dell'impianto per lo studio della dipendenza dalla temperatura della differenza potenziale delle celle di ondulazione: 1 - ■ piantina di zucca; 2 - camera a fessura; 3-microscopio MBS-1; 4 - elettrodo di riferimento; L - msh.rozdektrsd; 6 - millivoltmetro a corrente continua (rP negro); 7- mil di auto-scrittura.” [Voltmetro CC; th -— registratore; !) ~ prpPor, registrando ">temperatura della soluzione; lu- micro-termisgor progettato da V, G. Karmaioy: // - terminale di raffreddamento TOS-11; /;." -cipoiicnio nutritivo TQC-1I; 13 - modulo di lithotghsheformtor LATR-2; IO! ■ - con in ("è andato iurop tensione 29 del motore LATR-2. Regolando la tensione di alimentazione del tavolo di raffreddamento, è possibile modificare agevolmente la modalità di raffreddamento. La temperatura della soluzione nella camera viene registrata utilizzando un MT-54 microtermistore, design B. G. Karmanova. I microelettrodi sono realizzati in speciale vetro Pyrex utilizzando un'installazione semiautomatica ME-3 o ME-4 e riempiti con una soluzione KS1 da 2,5 mM (diametro della punta del microelettrodo 0,5...1 µm). Per l'alimentazione fine del microelettrodo (precisione fino a 0,5 micron), utilizzare un micromanipolatore MM-1 o un dispositivo a nonio da un microscopio, sulla cui parte mobile è attaccato un elettrodo di cloruro d'argento-argento EVL-1MZ con un microelettrodo. L'elettrodo di riferimento, realizzato in modo simile sulla base di un elettrodo industriale al cloruro d'argento, è immerso in una soluzione che lava la radice. Il microelettrodo viene inserito sotto un microscopio MBS-1 con un ingrandimento di X80...X140. Prima di introdurre il microelettrodo nella cellula, la differenza di potenziale interelettrodico viene registrata in una soluzione che lava la radice a 22°C. Successivamente, al microscopio e utilizzando un micromanipolatore, l'elettrodo viene inserito nella cellula epidermica della zona di stiramento - l'inizio della formazione dei peli radicali, cioè a 6...8 mm dall'apice della radice. Con l'inserimento riuscito del microelettrodo si registra una differenza di potenziale stabile (tenendo conto dell'RP interelettrodico) dell'ordine di 150...175 mV. Una caduta dell'RP dopo l'inserimento dell'elettrodo è possibile a causa di lesioni alla cellula o inserimento dell'elettrodo nello spazio intercellulare. Ad un valore stabile della differenza di potenziale della membrana, iniziano a raffreddare la camera, aumentando la tensione di alimentazione del tavolo termico utilizzando un autotrasformatore in modo che la velocità di variazione della temperatura sia di circa 0,5 °C al minuto. A 12 e 2°C, la RP viene registrata per 10...15 minuti. Ripristinando dolcemente il regime di temperatura originale, si osserva il ripristino dell'RP. Quando la temperatura diminuisce da 22 a 12°C il coefficiente di temperatura è 1,2. ..1.3, nell'intervallo 12...2°С aumenta a 2...2.5. Determinazione del coefficiente di temperatura. La radice di una piantina di zucca di cinque-sei giorni viene fissata con cura nel morsetto dell'elettrodo a una distanza di 1 cm dal seme. Il secondo elettrodo viene immerso in una soluzione di KCl 1,0 mM + CaCl2 0,5 mM a 22°C, che contiene la parte apicale della radice lunga 5 mm. Tenendo conto della differenza di potenziale interelettrodico, in questa soluzione, e poi in soluzioni della stessa composizione, ma a temperature diverse, si registra l'RP tra la base e la parte apicale della radice. La durata della misurazione della differenza di potenziale in ciascun esperimento è stata di 10 minuti. I risultati sono registrati nel modulo (Tabella 10). 10. Schema per la registrazione dei risultati Nome Temperatura della soluzione, "С 12 2 12 22 32 42 52 Differenza potenziale, mV Coefficiente di temperatura (Qio) Materiali e attrezzature. Piantine di zucca di cinque giorni con radici non curve lunghe 5...6 cm, soluzione per l'oggetto 1 mM KC1 -I- 0,5 mM CaC12] 2,5 mM KG soluzione per riempire i microelettrodi. Camere in plexiglas, tavolo termico di raffreddamento TOS-I, autotrasformatore LATR-2, misuratore di temperatura con microtermistore MT-54 progettato da V. G. Karmapov, tubi con un diametro di 1,2. .L, 8 mm di vetro S-38-1 (pprex) per microelettrodi, dispositivo semiautomatico per la produzione di microelettrodi ME-3 o ME-4, dispositivo per microalimentazione dell'elettrodo (micromanipolatore MM-1 o dispositivo a nonio di il microscopio), elettrodo di cloruro d'argento da laboratorio EVL-ZM con una pinza per un microelettrodo, un millivoltmetro CC ad alto ohm (metro pH), un microscopio MBS-1, supporti con supporti per microelettrodi. Lavoro 15. DETERMINAZIONE DELLA DIFFERENZA DI BIOPOTENZIALI TRA AREE DANNEGGIATE E AREE NON DANNEGGIATE DEL TESSUTO VEGETALE Spiegazioni introduttive. In elettrofisiologia generale si distingue il biopotenziale di demarcazione o potenziale di danno. Si tratta di un gradiente potenziale registrato tra la zona danneggiata e quella nativa della foglia o della radice (il danno può essere causato da taglio, bruciature, congelamento, ecc.). L'area del danno tissutale o cellulare è sempre elettronegativa. Normalmente, la differenza potenziale tra aree omogenee di fusto, radice e picciolo fogliare è piccola. La violazione dell'integrità delle strutture cellulari crea condizioni per il contatto con i contenuti intracellulari (nel tempo, l'area danneggiata viene isolata dalle strutture della membrana). Il potenziale di demarcazione è instabile, che è associato ai processi di eccitazione e riparazione dei tessuti. Lo scopo del lavoro è dimostrare l'emergere di biopotenziale negativo nell'area del danno tissutale. Procedura operativa. La radice di una piantina di mais di cinque giorni viene fissata nel morsetto dell'elettrodo a una distanza di 1 cm dal chicco. Un altro elettrodo viene immerso in una soluzione di 1 mM KCl + 0,5 mM CaCl2) nella quale la radice viene immersa ad una profondità di 1 mm. Viene registrata la differenza di potenziale tra la zona del meristema della radice e la sua base. Dopo aver tagliato la radice (in soluzione) ad una distanza di 1 mm dalla sua punta, si misura immediatamente il potenziale di delimitazione della zona di divisione cellulare. La differenza di potenziale viene registrata ad intervalli di un minuto per 15 minuti. Allo stesso modo, il biopotenziale del danno radicale nella zona di tensione e nei peli radicali viene registrato tagliando la radice rispettivamente a 5 e 15 mm dall'apice della radice. In ogni esperimento vengono utilizzati germogli freschi. Materiali e attrezzature. Piantine di mais di cinque giorni, soluzione di 1 mM KC1 + 0,5 mM CaCla. Due elettrodi di cloruro d'argento non polarizzati del tipo EVL-ZM, un millivoltmetro a corrente continua (pHmetro), supporti con un portaelettrodo. Lavoro 16. OSSERVAZIONE DEI CAMBIAMENTI INDOOTTI DALLA LUCE NELLA DIFFERENZA DEI POTENZIALI DELLE CELLULE DELLA FOTOSINTESI Spiegazioni introduttive. I cambiamenti indotti dalla luce nella differenza di potenziale della membrana sono solitamente determinati dall'alternanza di onde di depolarizzazione e iperpolarizzazione. Tuttavia in numerose piante (Elodea, Vallisneria, ecc.) si osserva una netta iperpolarizzazione quando la foglia è illuminata dopo il tramonto, raggiungendo gli 80 mV. Ciò indica la dipendenza energetica della differenza di potenziale di membrana, che aumenta con

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MINISTERO DELL'ISTRUZIONE E DELLA SCIENZA DELLA RF

UNIVERSITÀ STATALE DI ASTRAKHAN

PRATICO

SULLA FISIOLOGIA VEGETALE

Esercitazione

per gli studenti che studiano nelle seguenti specialità:

020200 Biologia;

110201 Agronomia

Compilato da:

ND Casa editrice Smashevskij "Università di Astrakhan"

Dottore in Scienze Biologiche, Capo del Dipartimento di Biologia con un Corso di Botanica, Astrakhan State Medical Academy B.V. Feldmann;

Dottore in scienze agrarie, professore, scienziato onorato dell'Accademia russa di scienze agrarie V.V. Korinets Smashevsky N.D. Workshop sulla fisiologia vegetale: libro di testo / N.D. Smashevsky. – Astrakhan: Università statale di Astrakhan, casa editrice “Astrakhan University”, 2011. – 77 p.

Contiene una serie di lavori pratici e di laboratorio, compilati sulla base delle sezioni principali del corso generale di fisiologia vegetale ed elaborati da molti anni di pratica, che utilizzano il principio di confrontare le reazioni di diversi oggetti vegetali allo stesso o diversi fattori. Per ogni opera viene fornita una base teorica.

ISBN: 978-5-9926-0461- © Università statale di Astrakhan, casa editrice "Università di Astrakhan", © N. D. Smashevsky, compilazione, © Yu. A. Yashchenko, design della copertina,

PREFAZIONE

La fisiologia vegetale è una scienza fondamentale che studia i modelli dei processi vitali degli organismi vegetali in connessione diretta e interazione con le condizioni ambientali.

La fisiologia vegetale è una scienza sperimentale che, attraverso l'esperimento, rivela l'essenza dei processi fisiologici e biochimici delle piante. Pertanto, nel corso delle lezioni teoriche, molta attenzione e tempo sono dedicati al lavoro sperimentale di laboratorio.

Il workshop proposto si basa su un corso generale di fisiologia vegetale e comprende tutte le sezioni principali: fisiologia della cellula vegetale, regime idrico, fotosintesi, nutrizione minerale, respirazione, crescita e sviluppo delle piante, resistenza delle piante a condizioni ambientali avverse.

Il workshop contiene lavori selezionati che sono stati sviluppati in molti anni di pratica, che prevedono il principio di confrontare le reazioni di diversi oggetti vegetali agli stessi o mutevoli fattori ambientali.

Il workshop prevede l'approfondimento e il consolidamento delle conoscenze teoriche, la preparazione metodologica degli studenti per condurre esperimenti fisiologici, l'analisi dei risultati ottenuti e la loro presentazione sotto forma di tabelle, grafici, disegni e la capacità di spiegare i risultati ottenuti, che sono necessari per gli studenti durante lo svolgimento di corsi e tesi sperimentali.

Argomento: FISIOLOGIA DELLA CELLULA VEGETALE

Lavoro 1. Il fenomeno della plasmolisi e della deplasmolisi Le piante sono in costante interazione con l'ambiente. Uno degli aspetti di questa interazione è il collegamento della radice con il terreno, dal quale assorbe acqua e nutrienti minerali. A questo scopo, il protoplasma delle cellule radicali ha la proprietà di una speciale semipermeabilità selettiva. Per l'assorbimento dell'acqua, la cellula fornisce un sistema osmotico ideale, che ne consente un assorbimento facile e veloce. Allo stesso tempo, ha la capacità di assorbire i minerali, ma molto meno attivamente. A causa della struttura del citoplasma cellulare e delle sue membrane di confine: plasmalemma e tonoplasto, una cellula vivente assorbe le sostanze in modo selettivo e a velocità diverse, e per alcuni non è affatto permeabile, ad esempio per i pigmenti della linfa cellulare. Una cellula vegetale è costituita da una forte parete cellulare attraverso la quale i soluti si diffondono liberamente nel protoplasto e nei vacuoli. Il vacuolo è pieno di linfa cellulare con sostanze organiche e minerali disciolte in esso e quindi ha una potenziale pressione osmotica, che si realizza quando la cellula è immersa in soluzioni con diverse concentrazioni saline, ed è in grado di assorbire o rilasciare acqua più velocemente delle sostanze disciolte dentro. L'acqua o i sali disciolti si diffondono lungo il loro gradiente di concentrazione. In una soluzione ipertonica con una concentrazione di sale maggiore rispetto alla concentrazione della linfa cellulare, l'acqua dal vacuolo si sposta in una soluzione esterna più concentrata molto più velocemente di quanto i sali penetrino nella cellula, in cui il gradiente idrico è inferiore rispetto alla linfa cellulare. Con la perdita di acqua in una soluzione ipertonica, il turgore della parete cellulare diminuisce, il volume del vacuolo diminuisce e il citoplasma resta indietro rispetto alla membrana, e i vuoti tra il citoplasma e la parete cellulare vengono riempiti con un plasmolitico. Questo fenomeno è chiamato plasmolisi. La plasmolisi è il ritardo del citoplasma dalle pareti cellulari in una soluzione ipertonica dovuto alla perdita di acqua da parte del vacuolo e alla diminuzione del suo volume.

Riso. 1. Varie forme di plasmolisi: 1 – cellula in acqua, nessuna plasmolisi.

Cellule in soluzione ipertonica: 2 – plasmolisi d'angolo; 3 – plasmolisi concava; 4, 5 – diversi gradi di plasmolisi convessa La plasmolisi non avviene immediatamente e ha diverse fasi. Innanzitutto, il citoplasma resta indietro rispetto alla membrana agli angoli (plasmolisi degli angoli, in Fig.

1 posizione 2), poi si formano superfici concave in molti punti (plasmolisi concava, posizione 3 in Fig.) e infine acquisisce una forma arrotondata (plasmolisi convessa, posizione 4, 5 in Fig.). La plasmolisi è chiaramente visibile nelle cellule con linfa cellulare colorata o colorata in una soluzione rossa neutra. La plasmolisi può avvenire solo in condizioni di diversa permeabilità del solvente e dei soluti. Solo una cellula vivente è capace di plasmolisi; in una cellula morta la plasmolisi è impossibile, poiché il citoplasma perde la sua proprietà semipermeabile e diventa completamente permeabile (attraverso la permeabilità) sia all'acqua che alle sostanze in esso disciolte. La plasmolisi è un processo reversibile. In una cellula plasmolizzata immersa in acqua pulita, la plasmolisi scompare e si verifica la deplasmolisi. Inoltre, la deplasmolisi avviene più velocemente della plasmolisi e non ha forme intermedie.

Progresso. Utilizzando un ago da dissezione, minare l'epidermide dal lato colorato morfologicamente inferiore della scaglia del bulbo e, utilizzando una pinzetta, afferrare il bordo dell'incisione dell'epidermide e strapparlo con cura. È auspicabile che tale taglio sia a strato singolo. Collocare le sezioni in una goccia d'acqua su un vetrino, coprire con un vetrino coprioggetto ed esaminare al microscopio le cellule piene di linfa cellulare colorata. Quindi sostituire l'acqua con una soluzione 1 M di saccarosio o NaCl 1 M (quest'ultimo dà una plasmolisi più rapida, più chiara e più stabile), per cui applicare una grande goccia di soluzione su un vetrino vicino al bordo del vetrino coprioggetto e aspirare il liquido. innaffiare con un pezzo di carta da filtro, posizionandolo sull'altro lato del vetrino coprioggetto Ripeti questa tecnica 2-3 volte fino a quando l'acqua non sarà completamente sostituita con la soluzione. Monitorare al microscopio ciò che accade nelle cellule, osservando la velocità della plasmolisi e le sue fasi. Dopo 15-20 minuti, quando la plasmolisi è pronunciata, di solito è già plasmolisi convessa, introdurre una goccia di acqua pulita sotto il vetro di copertura, utilizzando anche carta da filtro, e osservare nuovamente i cambiamenti che si verificano nelle cellule. Preparare una seconda sezione dell'epidermide, metterla in una grande goccia d'acqua su un vetrino e uccidere le cellule riscaldando il preparato sulla fiamma di una lampada ad alcool (riscaldarlo con attenzione, evitando che l'acqua evapori completamente) .

Aspirare l'acqua con carta da filtro, applicare sulla sezione una goccia dell'agente plasmolitico utilizzato, coprire con un vetrino coprioggetto ed esaminare il preparato al microscopio dopo alcuni minuti. Determina se si verifica la plasmolisi.

Annotare i risultati di tutte le osservazioni e realizzare disegni schematici delle cellule in acqua e in una soluzione plasmolitica, indicare le forme di plasmolisi e lo stato della cellula.

Trai le conclusioni e rispondi alle seguenti domande:

1. Cos'è la plasmolisi e quali sono le sue cause?

2. Perché si verifica la plasmolisi?

3. Come avviene la deplasmolisi?

4. Le cellule morte sono in grado di plasmolizzare?

5. In quale caso l'acqua entrerà nei peli della radice dal terreno?

6. È possibile utilizzare il metodo della plasmolisi per diagnosticare la vitalità delle cellule negli organi vegetali che hanno subito effetti improvvisi di condizioni ambientali sfavorevoli (svernamento di colture invernali, germogli di piante da frutto, ecc.).

Materiali e attrezzature: bulbo di cipolla blu, soluzione di saccarosio 1 M, preferibilmente NaCl, bisturi, ago da dissezione, microscopio, vetrini e vetrini coprioggetto, strisce di carta da filtro, lampada ad alcool, fiammiferi, garze.

Lavoro 2. Determinazione del potenziale osmotico (pressione osmotica) della linfa cellulare mediante il metodo della plasmolisi Una cellula vegetale è un sistema osmotico ideale in cui il citoplasma è una membrana semipermeabile che separa la soluzione della linfa cellulare dalla soluzione esterna. Come sapete, l'osmosi è la diffusione di un solvente in una soluzione attraverso una membrana semipermeabile. Può anche passare a diverse concentrazioni di soluzioni adiacenti alla membrana. Tra tali soluzioni si forma la pressione osmotica, associata all'energia delle particelle che esercitano pressione sulla membrana. La manifestazione della pressione osmotica è possibile solo se una soluzione a concentrazione inferiore è separata da una membrana semipermeabile da una soluzione a concentrazione maggiore. Si scopre che anche la soluzione in un bicchiere di vetro ha una pressione osmotica, che dipende dalla sua concentrazione, ad es. La pressione osmotica si basa sull'energia delle particelle disciolte e quindi questa soluzione ha un potenziale osmotico. Questo può essere applicato a qualsiasi soluzione, nonché a una soluzione di linfa cellulare.

Qualsiasi soluzione obbedisce alle leggi fondamentali dei gas ideali, in cui la sua pressione osmotica, che corrisponde anche al suo potenziale osmotico (P), dipende dalla costante dei gas (R) pari a 0,082, dalla temperatura assoluta Kelvin (T) e dalla concentrazione di la soluzione in moli (s ). Per dissociare le soluzioni elettrolitiche, una correzione viene introdotta dal coefficiente isotonico (i), che è il rapporto tra la pressione osmotica dell'elettrolita e la pressione osmotica del non elettrolita della stessa concentrazione molare. Quando dissolto, qualsiasi elettrolita si dissocia in ioni, il che aumenta il contenuto totale di particelle osmoticamente attive (NaCl Na+ + Cl–), i non elettroliti non si dissociano e non esiste alcun fattore di correzione isotonica per loro. Pertanto, l'equazione generale del potenziale osmotico di qualsiasi soluzione elettrolitica è determinata dall'equazione di van't Hoff ed è espressa in atmosfere.

Il potenziale osmotico della linfa cellulare gioca un ruolo importante nella vita di una cellula vegetale, poiché garantisce il flusso di acqua nella cellula da una soluzione esterna. Il potenziale osmotico o la pressione osmotica è espresso in atmosfere, cioè la forza che deve essere applicata per impedire all'acqua di entrare nella cella. Il potenziale osmotico della linfa cellulare può essere determinato con un metodo indiretto.

Il metodo si basa sulla selezione di una concentrazione della soluzione esterna che provoca la plasmolisi iniziale (angolare). Il potenziale osmotico di tale soluzione esterna sarà approssimativamente uguale al potenziale osmotico (pressione) della linfa cellulare.

Per fare ciò, è necessario prendere diverse soluzioni e determinare quella che è uguale alla pressione osmotica della linfa cellulare, detta isotonica. Una soluzione isotonica si troverà tra una soluzione in cui circa il 50% delle cellule presenta plasmolisi angolare e una soluzione che non causa plasmolisi. Ne consegue che una soluzione isotonica sarà la media aritmetica tra le concentrazioni di queste soluzioni.

Progresso. Preparare soluzioni di NaCI 0,7; 0,6; 0,5; 0,4; 0,3; 0,2;

0,1 M. Puoi preparare le soluzioni necessarie come segue. Dalla soluzione 1 M preparata, si consiglia di preparare 10 ml di ciascuna soluzione in acqua secondo lo schema seguente.

Mescolare accuratamente le soluzioni, versarle in barattoli contrassegnati con le apposite note e chiudere con i coperchi per proteggerli dall'evaporazione. Per risparmiare tempo di lavoro durante le lezioni, è meglio utilizzare soluzioni già preparate con concentrazioni adeguate, come descritto sopra.

Utilizzando un ago da dissezione e una pinzetta, preparare 14 sezioni sottili del tessuto in studio, buccia di cipolla colorata di blu, e metterle in barattoli con una soluzione, 2 sezioni in ciascuna soluzione, iniziando da quella più concentrata. Dopo 20–30 minuti, esaminare le sezioni al microscopio in una goccia della soluzione appropriata nella stessa sequenza. Dopo ogni soluzione, sciacquare con acqua la bacchetta di vetro con cui è stata applicata una goccia della soluzione, lo spazzolino e il vetro e asciugare.

Presentare i risultati compilando la tabella.

Grado di plasmolisi Disegno delle cellule Nella seconda riga, indica lo stato in cui si trova la maggior parte delle cellule nella fetta (nessuna plasmolisi, angolare, concava, convessa), nella terza riga, disegna schematicamente una cella caratteristica di questa fetta.

Stabilita la concentrazione isotonica nella tabella allegata, calcolare la pressione osmotica della linfa cellulare utilizzando l'equazione di Van't Hoff:

dove: P – pressione osmotica nelle atmosfere;

R – costante universale dei gas (0,082);

T – temperatura assoluta in Kelvin (373 + temperatura durante l'esperimento in C);

C è la concentrazione della soluzione in moli;

i è il coefficiente isotonico di van't Hoff, che è il rapporto tra la pressione osmotica di una soluzione elettrolitica e la pressione osmotica di una soluzione non elettrolitica della stessa concentrazione molare.

Il valore del coefficiente isotonico per una soluzione NaCl Trarre conclusioni sulla dipendenza del grado di plasmolisi nelle cellule dalla concentrazione della soluzione esterna e indicare il valore stabilito del potenziale osmotico della linfa cellulare nell'oggetto studiato.

Materiali e attrezzature: testa di cipolla blu, microscopio, ago da dissezione e pinzette, vetrini e vetrini coprioggetto, tazze con coperchio con adesivi di concentrazione, soluzioni NaCl: 0,1; 0,2; 0,3; 0,4; 0,5; 0,6; 0,7 milioni; orologio, calcolatrice, matite colorate.

Lavoro 3. Determinazione del potenziale idrico (forza di aspirazione) delle cellule dei tessuti vegetali mediante il metodo Ursprung Il potenziale idrico (acqua) determina la misura dell'attività dell'acqua, ad es. la sua capacità di entrare o uscire da una cella. Dipende dall'entità del potenziale osmotico (osm) e dalla pressione del turgore della parete cellulare (pressione), creata dallo stiramento della parete cellulare elastica e dalla pressione idrostatica della linfa cellulare diretta nella direzione opposta sulla parete cellulare . Pertanto, l'acqua nella cellula diminuisce quando la cellula è satura d'acqua, e quando è completamente satura è pari a 0. L'acqua non entra nella cellula, perché il potenziale osmotico è uguale alla pressione di turgore della parete cellulare (–osm = + pressione). Con una diminuzione della saturazione della cellula con acqua, la pressione dell'acqua diminuisce e in assenza (la cellula è in uno stato di plasmolisi), il potenziale idrico è pari all'intero potenziale osmotico (– acqua = – osm). Tipicamente, nelle cellule dei tessuti, il potenziale idrico è uguale alla differenza tra il potenziale osmotico e il potenziale di pressione, che garantisce la continuità del flusso d'acqua nella cellula. Minore è l'acqua nella cella, maggiore è il potenziale idrico negativo, ovvero maggiore è la forza di aspirazione dell'acqua che entra nella cella.

Determinazione del potenziale idrico basata sulla selezione di una soluzione esterna con una concentrazione nota, il cui potenziale idrico sarà uguale al valore del potenziale idrico delle cellule dei tessuti (acqua tc). Il potenziale idrico della soluzione esterna (acqua) è sempre uguale al suo potenziale osmotico (osm), perché non è limitato dalla membrana elastica e non c'è pressione di turgore (potenziale di pressione, pressione = 0). Quando strisce di tessuto in studio vengono immerse in una soluzione ad alta concentrazione, in cui c'è meno acqua, e il potenziale idrico (aq) è più negativo del potenziale idrico delle cellule del tessuto vegetale (aq), la lunghezza del tessuto le strisce diminuiscono con perdita di acqua e calo di turgore. Se al contrario le cellule assorbono acqua dalla soluzione, il loro volume aumenta e di conseguenza aumenta la lunghezza del tessuto. La lunghezza delle strisce non cambia in una soluzione in cui –aq è uguale a –aq tk, cioè quando le soluzioni saline hanno la stessa concentrazione.

Progresso. Dai tuberi di patata con vari gradi di saturazione d'acqua, tagliare piastre di 3-5 mm di spessore con un coltello e si consiglia di tagliare lungo il tubero. Tagliare le piastre longitudinalmente in 7 strisce larghe 3–4 mm, tagliare le estremità in modo che le strisce abbiano all'incirca la stessa lunghezza. Misurare attentamente ciascuna striscia con l'approssimazione di 0,5 mm e posizionarla una alla volta nelle provette e riempire con l'apposita soluzione di NaCl in modo che le strisce siano completamente immerse nella soluzione. Tutte le operazioni vengono eseguite rapidamente, evitando che le strisce sbiadiscano.

Dopo 30 minuti, rimuovere le strisce, misurare attentamente la loro lunghezza e registrare i risultati nella tabella.

Lunghezza iniziale delle strisce, mm Lunghezza delle strisce dopo 30 minuti, mm Differenza di lunghezza, mm Grado di turgore Il dato della 4a riga (differenza di lunghezza delle strisce) si ottiene sottraendo quello più piccolo dal valore più grande, indicando con il segno “+” l'aumento della cifra, con il segno “+” la diminuzione. Nell'ultima riga indicare qual è il turgore (forte, medio, debole, nessuno). Per determinarlo posizionare in sequenza le strisce, partendo dall'acqua, sul bordo della capsula Petri in modo che sporgano per metà oltre i bordi, e determinare il valore di turgore in base al grado di flessione.

Spiega le ragioni della variazione della lunghezza delle strisce, trova una soluzione isotonica in cui la lunghezza non è cambiata, dove l'osm di questa soluzione risulta essere uguale all'acqua tk. Determina il valore osm della soluzione, che corrisponderà all'acqua. tk, secondo l'equazione di Van't Hoff:

dove: acqua (osm) – potenziale idrico (forza di aspirazione) di una soluzione isotonica per il potenziale idrico delle cellule dei tessuti.

R – costante dei gas 0,082;

T – temperatura assoluta in gradi C;

C è la concentrazione della soluzione in moli (M);

i è il coefficiente isotonico che caratterizza il grado di dissociazione idrolitica della sostanza disciolta.

Il valore del coefficiente isotonico i per soluzioni NaCl (25 0C) Materiale e attrezzatura: Soluzione NaCl: 1,0; 0,8; 0,6; 0,4; 0,2; e 0,1 M, acqua distillata, cilindro graduato da 10 ml o pipette, portaprovette, provette, coltello o bisturi per tagliare strisce di tessuto, righelli, aghi da dissezione, pinzette, grandi tuberi di patata allungati, piastre Petri.

Lavoro 4. Permeabilità del plasmalemma per gli ioni K+ e Ca++ (osservazione della plasmolisi del cappuccio) La permeabilità del citoplasma per varie sostanze non è la stessa e dipende dalla permeabilità delle sue membrane di confine: plasmalemma e tonoplasto. Le sostanze possono passare attraverso il plasmalemma, ma penetrano debolmente o per niente nel tonoplasto e si accumulano nel citoplasma.

Un esempio di tale proprietà delle membrane è la plasmolisi del cappuccio, che si verifica a causa del fatto che il tonoplasto è meno permeabile agli ioni K+. Gli ioni K+ monovalenti che penetrano nel citoplasma e permangono in esso provocano la sua forte idratazione e rigonfiamento, che si manifesta ai poli della plasmolisi convessa sotto forma di cappucci protoplasmatici. Il Ca++, al contrario, toglie acqua e rende il citoplasma più viscoso e non si formano cappucci.

Ciò indica una diversa permeabilità delle membrane di confine per diverse sostanze.

Progresso. Preparare una sezione dell'epidermide inferiore delle scaglie di cipolla contenenti acido antocitico. 2. Tappare la plasmolisi.

UN. Immergere il taglio in una soluzione di nitrato 1 M - 1 - soluzione di KNO3, potassio penetrante (KNO3) e nitrato di calcio versato attraverso il guscio, 2 - ciCa(NO3)2), versata in tazze di vetro con toplasma rigonfio sotto il coperchio in modo che la soluzione non evapora e la sua concentrazione non aumenta. La fetta viene lasciata riposare nella soluzione per 0,5–1 ora. Successivamente le sezioni vengono esaminate al microscopio, prima a basso ingrandimento, poi ad alto ingrandimento. Nella variante con K+ in alcune cellule viene chiaramente rilevata la cosiddetta plasmolisi del cappuccio. Il protoplasto dà plasmolisi convessa, in cui, sul lato delle pareti cellulari trasversali, il citoplasma si gonfia e assume la forma di cappucci (vedi Fig. 2). Questo aumento del volume plasmatico (cappuccio) è causato dall'effetto diluente degli ioni K+, che passano relativamente facilmente attraverso il plasmalemma nel protoplasto e penetrano molto più lentamente nel vacuolo, perché

il tonoplasto confinante con il vacuolo ha una permeabilità agli ioni potassio molto inferiore rispetto al plasmalemma. In un esperimento parallelo con nitrato di calcio, la plasmolisi del cappuccio non potrà mai essere ottenuta, perché Lo ione Ca++ non provoca rigonfiamento del protoplasto, perché ha l'effetto opposto, disidratando il citoplasma e aumentandone la viscosità.

Pertanto, la plasmolisi del cappuccio nella cellula avviene a causa della debole permeabilità del tonoplasto e i cappucci plasmatici si formano a causa del suo rigonfiamento da parte degli ioni K+ che penetrano nel mesoplasma, attraverso il plasmalemma.

Realizza un disegno di una cellula con cappucci e conclusioni del citotopsamo, spiega il motivo della formazione del cappuccio da parte del citoplasma.

Materiali e attrezzature: bulbo di cipolla blu, soluzione di nitrato di potassio (KNO3) - 1 M, soluzione di nitrato di calcio (Ca(NO3)2 - 1 M, vetrini e vetrini coprioggetto, pinzette, ago da dissezione, microscopio, vasetti di vetro con coperchi per l'immersione delle sezioni in soluzioni saline, matite.

Lavoro 5. Cambiamenti nella permeabilità del citoplasma sotto gli effetti dannosi di vari fattori ambientali. La proprietà più importante delle membrane cellulari di confine del plasmalemma e del tonoplasto è la semipermeabilità selettiva, grazie alla quale le molecole di solo determinate sostanze le attraversano , mentre sono impermeabili ad altri, ad esempio, ai pigmenti della linfa cellulare.

La permeabilità selettiva delle membrane citoplasmatiche viene mantenuta finché la cellula rimane viva e capace di mantenere la propria struttura. Qualsiasi fattore ambientale che porta alla morte cellulare, o alla rottura della struttura del citoplasma e dei componenti delle membrane limitanti, porta ad un aumento, fino alla completa (attraverso) permeabilità. Ciò è chiaramente dimostrato nelle cellule del tessuto della radice di barbabietola, i cui vacuoli contengono betacianina, un pigmento che conferisce il colore alla radice. Il tonoplasto delle cellule viventi è impenetrabile alle molecole di questo pigmento. Quando questa proprietà viene persa, la linfa cellulare lascia la cellula nell'ambiente esterno. Dal grado di colore della soluzione nella provetta, si può giudicare il grado di danno alla cellula.

Progresso. Tagliare dalle barbabietole rosse piccoli pezzi di circa 20,5–0,7 cm di diametro utilizzando una punta da sughero di 0,5 cm di diametro o un bisturi, il cui diametro si adatti alle provette. Allineare le barre rimuovendo il tessuto dal lato della corteccia in modo che abbiano lo stesso volume in tutte le provette. Sciacquare accuratamente i blocchi tagliati sotto l'acqua del rubinetto o in un cristallizzatore con acqua. Collocarne quindi 1-2 in ciascuna delle cinque provette e riempirle con un uguale volume dei seguenti liquidi secondo lo schema indicato in tabella.

Agitare accuratamente la soluzione con cloroformio e tessuto di barbabietola, poiché il cloroformio non si mescola con l'acqua.

Colorazione della soluzione Far bollire la provetta n. 2 con un pezzo di barbabietola immersa in acqua per 1,5–2 minuti per uccidere le cellule.

Dopo 30 minuti, agitare le provette e, in base all'intensità del colore della soluzione nelle provette, trarre una conclusione sull'entità del danno al tessuto vegetale da parte di vari fattori, registrando il colore della soluzione nella tabella.

Identificare i cambiamenti nella permeabilità delle membrane cellulari dei tessuti in base all'azione di vari fattori e trarre conclusioni sul meccanismo della loro azione sul citoplasma e sui componenti delle membrane limitanti, portando alla perdita di semipermeabilità da parte del citoplasma.

Materiali e attrezzatura: radice di barbabietola rossa, supporto con 5 provette, lampada ad alcool, fiammiferi, cristallizzatore con acqua di rubinetto, cloroformio, acido acetico al 30%, alcool al 50%, trapano a spina con diametro di 0,5–0,7 cm o bisturi, bicchiere con acqua distillata, cilindro graduato da 10-20 ml.

Lavoro 6. Influenza degli ioni K+ e Ca++ sulla viscosità del citoplasma La viscosità del citoplasma gioca un ruolo importante nella vita della cellula. L'aumento della viscosità del citoplasma riduce la velocità dei processi metabolici biochimici al suo interno, ma allo stesso tempo aumenta la sua resistenza alle alte temperature, la capacità di trattenere l'acqua dei tessuti fogliari, aumentando la resistenza al calore e la resistenza alla siccità. Al contrario, una diminuzione della viscosità in quei casi ha l'effetto opposto, ma con una diminuzione della temperatura mantiene un metabolismo aumentato e aumenta la resistenza al freddo. La viscosità nelle cellule vegetali può essere controllata e quindi la loro stabilità può essere aumentata.

Lo strato esterno del citoplasma (plasmalemma) è più permeabile del tonoplasto situato al confine con la linfa cellulare. Gli ioni dei sali minerali sono in grado di penetrare attraverso il plasmalemma nel mesoplasma, provocando un cambiamento nelle sue proprietà colloidali, inclusa la viscosità. Gli ioni K+, causando l'idratazione del citoplasma, riducono la viscosità, accelerando la transizione del citoplasma nella plasmolisi convessa (Fig. 3, punto 1), al contrario, lo ione bivalente Ca++ riduce l'idratazione del citoplasma, ne aumenta la viscosità, che è difficile restare indietro rispetto al guscio, formando un concavo a lungo termine (Fig. 3, elemento 2) e persino una plasmolisi convulsa (Fig. 3, elemento 3–4).

Progresso. Applicare una goccia di soluzioni di KNO3, Ca(NO3)2 sui vetrini (fare le opportune iscrizioni sui vetrini), posizionare un pezzo di epidermide con linfa cellulare colorata (cipolla blu, foglie di begonia) nelle soluzioni e coprire con vetrini coprioggetto. Registra il tempo per ogni taglio. Per evitare l'evaporazione e l'essiccazione, applicare periodicamente una goccia di soluzione sul bordo del coprioggetto. Osservare l'andamento della plasmolisi, annotare il momento dell'inizio della plasmolisi convessa.

in molti punti sono presenti superfici concave (plasmolisi concava), ma se la viscosità del citoplasma è bassa, allora sono concave Fig. 3. Varie forme di plasmolisi: 1 – plasmolisi convessa si trasforma rapidamente in plasmolisi convessa, 2 – plasmolisi concava, 3 e piatta. La durata della plasmolisi 4 - vari gradi di concavo è determinata dal tempo trascorso dall'immersione e dalla plasmolisi convulsa della cellula nella soluzione fino all'inizio della plasmolisi convessa (secondo E. Küster). A seconda della natura del sale plasmolitico, il tempo di plasmolisi varia solitamente da 1 a 20 minuti.

KNO Ca(NO3) Nella tabella, tracciare schizzi di cellule caratteristiche e indicare il momento dell'inizio della plasmolisi. Sulla base dei risultati ottenuti, trarre conclusioni sull'effetto dei cationi sulla viscosità del citoplasma.

Materiali e attrezzature: bulbo di cipolla blu o foglie di begonia, microscopio, vetrini e vetrini coprioggetto, pipette per occhi, ago da dissezione, pinzette, matite.

Lavoro 7. Osservazione del movimento del citoplasma di una cellula vegetale Il citoplasma di una cellula vegetale, come sostanza vivente, ha proprietà fisiche uniche: le proprietà dei corpi liquidi e solidi.

Ha la fluidità e la viscosità inerenti ai liquidi, l'elasticità e la plasticità inerenti ai solidi. Ogni proprietà del citoplasma gli consente di fungere da mezzo in cui hanno luogo tutti i processi vitali ed è in grado di adattarsi alle mutevoli condizioni mantenendo la vitalità. Il citoplasma, in quanto complesso sistema colloidale eterogeneo, ha fluidità, che è rivelata dai movimenti degli organelli intracellulari, in particolare dei cloroplasti, portati via dal citosol in movimento. Ci sono movimenti circolari lungo la parete cellulare, se c'è un vacuolo centrale al centro, o movimenti fluviali, se nella cellula sono presenti diversi vacuoli grandi. La velocità del movimento citoplasmatico può servire come misura dell'attività cellulare e del suo stato funzionale. La velocità del movimento del citoplasma è influenzata dalla temperatura, dall'intensità della luce e dalla sua qualità. La velocità del movimento è soppressa dagli inibitori respiratori e da altre sostanze antibiotiche. La fonte di energia per il movimento del citoplasma è l'ATP.

Il significato biologico del movimento del citoplasma è che i metaboliti intracellulari vengono trasferiti tra organelli, lo scambio di gas è assicurato, i segnali vengono trasmessi da una cellula all'altra, ecc.

Il meccanismo del movimento citoplasmatico si basa sulla contrazione meccanica ondulatoria delle proteine ​​contrattili durante l'interazione di actina e miosina con il consumo di energia ATP.

Il movimento del citoplasma si manifesta più chiaramente nel movimento dei cloroplasti nelle foglie della pianta acquatica Elodea, che viene utilizzata per studiare il movimento e l'effetto di vari fattori sul movimento.

Progresso. Conduci l'esperimento con una foglia di elodea presa vicino al punto di crescita, che è completamente formata con un metabolismo intenso. Poiché il movimento del citoplasma è associato al dispendio di energia, prima di separare la foglia, il rametto di Elodea deve essere esposto alla luce solare o alla luce intensa di una lampada da tavolo da 100 watt per 15–20 minuti. Posizionare la foglia su un vetrino in una goccia d'acqua, preferibilmente in quella in cui si trovava la pianta, coprire con un coprioggetto ed esaminare al microscopio il movimento del citoplasma lungo la vena centrale della cellula, prima a basso e poi ad alto ingrandimento .

Puoi prendere una foglia da una pianta in luce diffusa senza evidente movimento del citoplasma, ma in questo caso illumina la foglia con luce intensa al microscopio attraverso un condensatore dalle stesse fonti luminose, e dopo qualche tempo osserva il movimento del citoplasma. Nota la natura del movimento del citoplasma e le condizioni necessarie per la sua manifestazione.

Materiali e attrezzature: foglie di elodea, microscopi, vetrini e vetrini coprioggetto, aghi da dissezione, lampade da tavolo, pipette, acqua.

Lavoro 8. Colorazione intravitale delle cellule con rosso neutro Il citoplasma non è una membrana semipermeabile ideale.

Passa non solo l'acqua, ma anche molte sostanze, alcune delle quali ad una velocità significativa. Queste sostanze includono la vernice rossa neutra, che è in grado di penetrare nelle cellule viventi e accumularsi in esse in grandi quantità. In essi non si verifica la morte del citoplasma, che può essere verificata provocando la plasmolisi delle cellule colorate (solo le cellule vive possono essere plasmolizzate). Rosso neutro (colorante indicatore bicolore): in ambiente acido a pH inferiore a 6 ha un colore cremisi, in ambiente alcalino è giallo. Pertanto, il metodo può essere utilizzato per colorare i vacuoli e studiare le proprietà del citoplasma e i fenomeni osmotici utilizzando il metodo plasmolitico, nonché per determinare la reazione della linfa cellulare nella cellula.

Progresso. Preparare 2-3 sezioni dell'epidermide di cipolle o foglie di altre piante con linfa cellulare non colorata e posizionarle su un vetrino in una grande goccia di rosso neutro. Dopo 10 minuti, aspirare la soluzione di pittura con carta da filtro, applicare una goccia d'acqua sulle sezioni, coprire con un coprioggetto ed esaminare al microscopio. Quindi sostituire l'acqua con una soluzione di NaCl o KCl 1 M e continuare a osservare, prima a basso e poi ad alto ingrandimento.

Disegna una cellula in uno stato di plasmolisi, notando quale parte è colorata con il colorante: membrana, citoplasma o vacuolo - e di che colore.

Trarre conclusioni sulla permeabilità del citoplasma al rosso neutro e sulla reazione (pH) del contenuto delle cellule studiate.

Materiali e attrezzature: bulbo di cipolla comune, foglie di piante varie, soluzione acquosa di rosso neutro allo 0,02% in contagocce, soluzione 1 M di NaCl o KCl in contagocce, bisturi, pinzette, microscopio, vetrini e vetrini coprioggetto, carta da filtro, lama di rasoio , bacchetta di vetro, bicchiere d'acqua.

Lavoro 9. L'ingresso delle sostanze nella cellula e il loro accumulo in essa Una condizione necessaria per la vita delle piante è l'ingresso nella radice e poi nell'intera pianta dei minerali e dell'acqua necessari. L'organo di lavoro che li assorbe è il pelo radicale, cioè cellula radicale. Le sostanze da esso assorbite vengono poi trasferite a tutti gli organi e tessuti della pianta. Se l'acqua entra per osmosi e si accumula nella linfa cellulare, l'apporto di sostanze viene notevolmente ostacolato. Uno dei fattori nella fornitura di sostanze è la diffusione. Si basa sul fatto che le sostanze a concentrazione maggiore entrano in un'area a concentrazione minore attraverso una membrana semipermeabile finché le concentrazioni non si equalizzano. La membrana citoplasmatica esterna, il plasmalemma, funge da membrana semipermeabile nella cellula. Se le sostanze arrivassero solo secondo le leggi della diffusione, il loro accumulo non avverrebbe mai nella cellula. Le piante spesso finiscono in soluzioni molto diluite, ma l'assorbimento della sostanza non si ferma. Ciò accade perché nel citoplasma, nonostante l'apporto di sostanze, il loro contenuto aumenta, ma la concentrazione rimane invariata. Ciò è spiegato dal fatto che le sostanze, dopo essere entrate nel citoplasma, interagiscono immediatamente con i colloidi cellulari e si legano chimicamente durante la sintesi di sostanze organiche complesse.

E poiché la concentrazione è creata da ioni liberi, la soluzione esterna è sempre più concentrata. Ciò garantisce il flusso costante di sostanze nella cellula e il loro accumulo in essa, notato da Donan e chiamato equilibrio di Donan ("equilibrio sbilanciato").

Ciò può essere visto chiaramente in un esperimento modello. Se come soluzione esterna prendiamo una soluzione debole di iodio in ioduro di potassio e un sacchetto di cellophane riempito con pasta di amido, allora questo sarà un modello di cellula immersa in una soluzione minerale. Il cellophane consente agli ioni di iodio (cristalloide) di passare bene, ma non consente il passaggio dell'amido (colloide).

Pertanto lo iodio penetrerà all'interno del sacchetto di cellophane e colorerà l'amido di blu, ma l'amido non penetrerà nella soluzione; questo è facile da notare poiché non ci sarà colorazione della soluzione nel vetro. Il flusso di iodio nella sacca continuerà finché le molecole di amido saranno in grado di legarsi ad esso. È possibile ottenere la completa transizione dello iodio da una soluzione debole; sarà completamente assorbito e Fig. 4. 1. – cellophane con ioduro di potassio (soluzione di Lugol) e immergerlo in una piccola busta, 2. – amido e accumulo di ioni di iodio in 4. – un bicchiere con una soluzione di iodio in ioduro di potassio Materiali e attrezzature: amido al 2% pasta, soluzione di iodio in ioduro di potassio, bicchiere da 50 ml, cellophane, forbici.

Lavoro 10. Individuazione degli zuccheri di deposito nel materiale vegetale Gli zuccheri solubili sono ampiamente distribuiti nelle piante come forma di conservazione. I monosaccaridi (glucosio e fruttosio) e i disaccaridi (saccarosio) si trovano in grandi quantità nella frutta e nella verdura. Inoltre, in alcuni, ad esempio, le barbabietole da zucchero, tutto lo zucchero di riserva (circa il 20%) è costituito da saccarosio e nei frutti d'uva contengono anche circa il 20% di carboidrati, costituiti da glucosio e fruttosio in quantità approssimativamente uguali. La maggior parte della frutta e della verdura contengono tutti e tre gli zuccheri, di cui uno predominante. Pertanto, la forma di riserva può essere costituita da zuccheri complessi, oligosaccaridi e polisaccaridi e monosaccaridi semplici.

Tutti i monosaccaridi, per la presenza di un gruppo aldeidico o chetonico, sono riducenti, cioè hanno proprietà riparatrici. Molto comune nelle piante, il saccarosio è una sostanza non riducente, perché la sua molecola è costituita da residui di glucosio e fruttosio collegati dall'ossigeno dovuto ai gruppi carbonilici del glucosio e del fruttosio, dove l'ossigeno è bloccato in un legame glicosidico e non può reagire.

Una reazione caratteristica agli zuccheri riducenti è la reazione di riduzione del liquido felino. Questo liquido viene preparato immediatamente prima dell'uso.

Per rilevare gli zuccheri riduttori aventi un gruppo aldeidico o chetonico, aggiungere un volume uguale di liquido feltro alla soluzione di prova e portare ad ebollizione. In questo caso l'ossido di rame viene ridotto ad ossido, che precipita sotto forma di precipitato rosso mattone:

Per rilevare il saccarosio, deve prima essere idrolizzato in glucosio e fruttosio e solo successivamente fatto reagire con il liquido di Fehling. Dalla quantità di ossido di rame precipitato si può giudicare la quantità di sostanze riducenti, sia contenute nel materiale di partenza che quelle formate a seguito dell'idrolisi del saccarosio.

Progresso. Innanzitutto, esegui le seguenti reazioni qualitative.

1. Mettere un pizzico di glucosio in una provetta, scioglierlo in una piccola quantità di acqua (2–3 ml), aggiungere un uguale volume di liquido e scaldare a ebollizione.

2. Sciogliere un pizzico di saccarosio in acqua, aggiungere un uguale volume di liquido di feltro e portare a ebollizione.

3. Preparare una soluzione di saccarosio in una provetta, aggiungere 2-3 gocce di acido cloridrico al 20% e far bollire per idrolisi per 1 minuto, neutralizzare l'acido con una piccola quantità di bicarbonato di sodio, quindi aggiungere un uguale volume di liquido feltrante e portare a bollire di nuovo.

Notare se nelle provette si forma un precipitato rosso mattone e trarre conclusioni sulle cause dei fenomeni osservati. Questo servirà come standard per determinare gli zuccheri di stoccaggio nel materiale vegetale.

Analisi del materiale vegetale. Tagliare cipolle, carote, barbabietole a pezzetti. Porre il materiale in provette separate (circa 2/ provette), aggiungere acqua distillata fino a coprire i pezzi e scaldare per almeno 5 minuti a bagnomaria bollente. Versare con attenzione l'estratto risultante senza residui vegetali in parti uguali in provette pulite e asciutte con etichette o contrassegnate con un pennarello per vetro. Con una porzione effettuare una reazione per ridurre gli zuccheri con il liquido sentiente, aggiungendolo ad una provetta di pari volume dell'estratto e riscaldando il contenuto della provetta su una lampada ad alcool a 100°C. Nella seconda provetta, eseguire prima l'idrolisi con acido cloridrico, aggiungendo all'estratto 2-3 gocce di acido cloridrico al 20% e far bollire per 1 minuto, quindi neutralizzare con una piccola quantità di bicarbonato di sodio e aggiungere un uguale volume di liquido di feltro, riscaldare nuovamente a 100 0C. Da notare l'intensità della formazione di ossido rameoso, che presenta un colore rosso mattone.

Riportare i risultati ottenuti in una tabella, stimando la quantità di ossido rameoso depositato nei punti da 1 a 5.

Materiali e attrezzature: cipolle fresche, carote, barbabietole da zucchero (può essere da tavola), glucosio, saccarosio, liquido felino (preparato immediatamente prima dell'uso: mescolando due soluzioni in volumi uguali. 1a soluzione: sciogliere 4 g di solfato di rame in acqua distillata e portare la soluzione a 100 ml; 2a soluzione: sciogliere 20 g di sale di Rochelle in acqua distillata, aggiungere 15 g di KOH o NaOH e aggiungere acqua distillata a 100 ml); HCl al 20% in un contagocce;

Na2CO3 (bicarbonato di sodio in polvere); bisturi (3 pezzi), un supporto (3 pezzi) con provette (5 pezzi ciascuno) e 1 pz. con 4 provette; bagnomaria riscaldato fino all'ebollizione; lampada ad alcool;

cilindro graduato per 100–200 ml; pipette 2–3 ml (3 pezzi); portaprovette, fiammiferi, segnabicchieri.

Lavoro 11. Trasformazione delle sostanze durante la germinazione dei semi Nei semi di varie piante, i nutrienti di riserva si accumulano in grandi quantità, principalmente sotto forma di proteine, grassi e carboidrati. Nei semi di alcune piante, ad esempio nei semi di ricino, nei girasoli, ecc., i grassi prevalgono sui carboidrati; in altre, ad esempio nei cereali, la principale sostanza di riserva è l'amido polisaccaridico; nei legumi, nelle proteine. Durante la germinazione dei semi, le sostanze di riserva complesse, con la partecipazione di enzimi specifici, vengono convertite in sostanze più semplici (monosaccaridi, acidi grassi, aminoacidi, ecc.), che vengono utilizzate nei processi di crescita e respirazione delle piante.

Per stabilire quali trasformazioni subiscono le sostanze di riserva durante la germinazione è necessario confrontare la composizione chimica dei semi non germinati e degli stessi germogliati. La germinazione deve essere effettuata al buio per evitare la nuova formazione di sostanze organiche durante la fotosintesi.

Progresso. Macinare i semi non germogliati e germogliati - amidacei (grano) e semi oleosi (ricino, girasole) - in diversi mortai. Sbucciare i semi oleosi prima di macinarli. Posizionare il materiale in diverse provette. Versare una piccola quantità d'acqua, scaldare in un bagno bollente, quindi versare in provette pulite. Aggiungere un volume uguale di liquido aromatico agli estratti acquosi risultanti e portare ad ebollizione su una lampada ad alcool. In base alla quantità di ossido rameoso formato, stimare il contenuto di zuccheri riducenti. Aggiungere una soluzione di iodio in ioduro di potassio (soluzione di Lugol) al materiale (polpa) dei semi amidacei rimasti nelle provette e stimare il contenuto di amido in base all'intensità del colore blu. Allo stesso modo, aggiungi Sudan-III alla polpa dei semi oleosi germogliati. Creare sezioni sottili di semi non germinati (semi oleosi), posizionarle su un vetrino in una goccia di soluzione Sudan-III, coprire con un vetrino coprioggetto. Dopo 5 minuti, sciacquare le sezioni con acqua senza rimuovere il coprioggetto ed esaminarle al microscopio. Stimare il contenuto di grassi in base al numero e alla dimensione delle goccioline colorate di rosso o arancione. In modo semplificato, questo lavoro può essere eseguito con una massa macinata di semi germogliati e non germinati, lasciando cadere su di essa una soluzione di Sudan-III e valutando la quantità di grasso in base al grado di arrossamento.

Mettere una piccola quantità di endosperma di semi di grano non germinati in una goccia d'acqua su vetrini, esaminarli al microscopio e disegnare i granelli di amido. Registrare i risultati in una tabella, stimando in punti il ​​contenuto delle sostanze rilevanti.

Semi oleosi non germogliati Semi oleosi germogliati Semi oleosi non germogliati Materiali e attrezzature: semi di grano e semi di ricino (girasole), germogli di queste piante coltivate nella completa oscurità, liquido di feltro, soluzione di iodio in ioduro di potassio in un contagocce, soluzione di pittura Sudan-III in un contagocce, un bicchiere d'acqua, aghi da dissezione, mortai e pestelli (4 pz.), bagnomaria, provette con etichette, bisturi, bacchetta di vetro, lampada ad alcool, supporto per provette, lama di rasoio di sicurezza, vetrini e coprioggetto, microscopio , carta da filtro.

sotto l'azione dell'amilasi a diverse temperature L'amido è un composto polimerico complesso costituito da due componenti: amilosio e amilopectina. Sotto l'azione dell'enzima amilasi, l'amido viene scomposto nel prodotto finale: il glucosio, che è il monomero strutturale di tutto l'amido. L'amido con iodio dà un colore blu. Sotto l'azione dell'enzima, l'amido non si scompone immediatamente in glucosio, ma gradualmente, attraverso una serie di prodotti intermedi, le cosiddette destrine. Ogni destrina ha un colore cambiato dal blu-violetto e viola al rosa, fino al verdastro, al giallo e al maltosio e al glucosio già incolori. Questa è chiamata scala di idrolisi dell'amido, che comprende l'amido solubile, che dà un colore blu-viola con iodio, amilodestrine - viola, eritrodestrine - rosso-marrone, rossastre, maltodestrine - dal verdastro al giallastro, maltosio e glucosio - incolori. Questa degradazione graduale dell'amido ha un importante significato biologico, poiché garantisce un utilizzo graduale ed efficiente della sostanza di riserva.

Con l'aiuto dell'amilasi ottenuta dal malto dei semi di cereali germogliati (orzo, frumento), nei quali è molto attiva, è possibile verificare la degradazione dell'amido, la cui velocità dipende dalla temperatura.

Se la stessa quantità di soluzione di amilasi e pasta di amido viene versata in provette con la stessa quantità di pasta di amido, mantenute a temperature diverse e periodicamente testate con iodio, è possibile utilizzare la velocità di comparsa di prodotti intermedi con colori diversi per giudicare la attività dell'enzima e l'idrolisi graduale dell'amido.

Progresso. Per ottenere l'enzima amilasi, preparare un estratto di malto ponendo in un pallone 10–20 g di malto (malto, semi di orzo germogliati essiccati), versando 50 ml di acqua tiepida (35–40 °C), aggiungendo un po' di glicerina per accelerare All'estrazione dell'enzima, agitare, lasciare agire per almeno mezz'ora e filtrare: il filtrato contiene amilasi attiva. Puoi anche utilizzare semi di cereali appena germogliati utilizzando la stessa tecnologia, ma prima dell'esperimento, determinare l'attività dell'estratto di amilasi per sapere quale volume assumere per l'idrolisi.

La sequenza di preparazione per l'esperimento e la sua attuazione. Versare 10 ml di una soluzione debole di iodio in provette disposte su 2 file su un supporto.

Riscaldare un bagnomaria alla temperatura di 45 0C, oppure versare l'acqua in due beute coniche da 250 ml, una con una temperatura di 45 0C, l'altra con acqua fredda del rubinetto, oppure raffreddare a 15 0C in frigorifero. Versare 10 ml di pasta di amido all'1% in 2 provette pulite e posizionarle su un rack. Versare 1–2 ml di estratto di malto in ciascuna provetta con pasta di amido e agitare. Prelevare immediatamente 0,25 ml di liquido da queste provette utilizzando pipette separate e aggiungere 0,25 ml di liquido da ciascuna a diverse provette della prima coppia di provette con soluzione di iodio. Successivamente, mettere una provetta con la pasta di amido e l'estratto di malto in un pallone con una temperatura dell'acqua di 45 °C e l'altra in un pallone freddo. Dopo 2 minuti prelevare 0,25 ml di liquido dalle provette con pasta di amido e versarlo nella seconda coppia di provette con soluzione di iodio. Dopo altri 2 minuti - nella terza coppia, ecc., a seconda dell'attività dell'enzima, l'intervallo tra i campioni può essere modificato. È importante soltanto che i campioni vengano prelevati da entrambe le provette contemporaneamente.

Registrare i risultati in una tabella, indicando il colore della soluzione di iodio nell'apposita colonna.

Temperatura Trarre conclusioni sui prodotti intermedi dell'idrolisi dell'amido, annotare la sequenza delle fasi nella formazione delle destrine fino alla completa idrolisi dell'amido e l'effetto della temperatura sull'attività dell'amilasi.

Materiali e attrezzature: soluzione di pasta di amido all'1%, soluzione debole di iodio in ioduro di potassio, supporto con 30 provette, estratto di malto con enzima amilasi, 2 pipette tarate da 2 ml, 2 matracci da 250 ml, bagno riscaldato ad una temperatura di 45 0C. Per preparare la pasta di amido, aggiungere 1 g di amido a 100 ml di acqua e scaldare a 100°C.

Lavoro 13. Determinazione dell'intensità della traspirazione nelle piante di vari gruppi ecologici mediante metodo del peso I processi fisiologici nelle piante procederanno normalmente a condizione che vi sia una fornitura sufficiente di acqua. L'acqua, essendo un ottimo solvente e componente strutturale della cellula, è coinvolta in molti processi biochimici e fisiologici: garantisce l'interazione tra molecole di sostanze, è un substrato per la fotosintesi, partecipa alla respirazione e a numerosi processi idrolitici e sintetici. Allo stesso tempo, l'acqua ha un'elevata capacità termica; evaporando assorbe una grande quantità di calore e quindi, attraverso la traspirazione, garantisce la termoregolazione delle piante, proteggendole dal surriscaldamento della luce solare diretta. Muovendosi attraverso la pianta, trasporta le sostanze nutritive dalla radice agli organi in superficie con una corrente di traspirazione.

L'evaporazione dell'acqua da parte di una pianta è un processo fisico in cui l'acqua nel mesofillo fogliare evapora dalla superficie delle pareti cellulari negli spazi intercellulari, e quindi il vapore si diffonde attraverso gli stomi nell'ambiente. Ma a differenza dell'evaporazione libera dalla superficie dell'acqua, l'evaporazione dell'acqua da parte di una pianta è un complesso processo autoregolante legato alle caratteristiche anatomiche e fisiologiche delle piante e quindi l'evaporazione dell'acqua da parte di una pianta è chiamata traspirazione.

L'indicatore quantitativo della traspirazione è chiamato intensità della traspirazione, che è un valore variabile a seconda delle varie condizioni dell'ambiente esterno ed interno, nonché delle caratteristiche fisiologiche e della struttura anatomica e morfologica delle piante di diversi gruppi ecologici. Tipicamente nelle piante varia da 15 a 250 g per 1 m per ora durante il giorno, e di notte da 1 a 20 g.

Misurando l'intensità della traspirazione si può giudicare lo stato di disponibilità idrica dei tessuti fogliari o, a parità di condizioni, la sua intensità in piante diverse.

Progresso. La determinazione della traspirazione su una bilancia di torsione viene effettuata direttamente vicino alle piante studiate. Installare la scala di torsione rigorosamente in orizzontale al livello (1) utilizzando due viti su un supporto (2) su una superficie del tavolo o una tavola piana. Prima della pesatura, controllare il punto zero (8, 9). Per fare ciò, abbassare il blocco (5) in posizione "aperta" e, ruotando la maniglia della freccia (7), impostare la freccia della scala grande (6) sulla divisione della scala zero e osservare l'installazione della piccola freccia mobile su il fondo del disco graduato (8), che deve essere impostato su zero divisioni (9). Se l'installazione della bilancia non è corretta e la freccia mobile non è impostata sulla divisione zero, la bilancia viene corretta ruotando la vite di correzione sulla parete posteriore della bilancia.

1 – livello, 2 – viti di regolazione del livello, 3 – gancio basculante, 4 – camera, 5 – leva con vaselina e inizia a pesare.

accendere la bilancia, 6 – indicatore di peso, 7 – leva indicatore di peso, 8 – indicatore bilancia, chiudere la camera (4). Il foglio non deve toccare la linea dell'indicatore di equilibrio ai bordi della camera. Abbassare il blocco in posizione "aperta" e spostare la freccia grande della scala tramite la maniglia lungo la scala verso sinistra finché la freccia piccola non si ferma di fronte alla divisione zero. Leggere la scala che mostra la massa del materiale in mg. Aprire la camera e lasciare il foglio per 2 minuti, e 5 minuti nella camera di evaporazione con la camera aperta. Senza togliere il foglio, chiudere la camera ed effettuare la seconda pesata contemporaneamente alla prima pesata. Il metodo consente di tenere conto dell'evaporazione di una foglia al grado di saturazione con l'acqua che si trovava nella foglia sulla pianta prima dell'esperimento.

Durante questo tempo (entro cinque minuti all'aria aperta) avviene la traspirazione; con un tempo più lungo si avrà una perdita di acqua per essiccazione, che porterà ad una diminuzione della traspirazione per la chiusura degli stomi.

Per confronto, esegui tali osservazioni con foglie di piante diverse.

Dopo la pesatura, calcolare il valore medio di evaporazione e calcolare il tasso di traspirazione in mg per 1 ora per superficie fogliare di 100 cm2.

Per determinare l'area del foglio da studiare, prendi della carta da lettere, preferibilmente un foglio di quaderno a quadretti, ritaglia un quadrato di 25 cm2 (5,5 cm) e pesalo. Posiziona il foglio tagliato su un altro foglio simile e disegnane il contorno con una matita. Ritaglia il contorno della foglia e pesala. Conoscendo la massa di un quadrato (P) di area nota (25 cm2) e la massa (P1) di un foglio di area sconosciuta, determinarne l'area:

dove: a – evaporazione dell'acqua da parte di una foglia in mg;

S – area fogliare;

t – tempo di evaporazione in minuti.

Materiali e attrezzatura: bilancia a torsione, forbici, vaselina, bacchetta di vetro, carta da lettere o quaderno a quadretti, matita, calcolatrice, righello.

Lavoro 14. Determinazione dell'intensità della traspirazione e della traspirazione relativa in diverse condizioni mediante il metodo del peso La traspirazione come processo fisiologico dipende da una serie di fattori sia interni che esterni. I fattori esterni che favoriscono la traspirazione sono la luce, la temperatura e il vento, mentre quelli che la riducono sono l'aumento dell'umidità dell'aria e la mancanza di umidità nel terreno e nei tessuti fogliari.

La proprietà più importante della pianta è la sua capacità di regolare, a seconda delle condizioni, l'intensità della traspirazione. La traspirazione attraverso gli stomi aperti è molto più intensa dell'evaporazione dalla superficie dell'acqua della stessa area, mentre con gli stomi chiusi può essere completamente assente. Un indicatore della capacità delle piante di regolare la traspirazione è il valore della traspirazione relativa, che è determinata dal rapporto tra l'intensità della traspirazione e l'intensità dell'evaporazione dell'acqua dalla superficie dell'acqua libera. L'evaporazione dell'acqua da una serie di piccoli fori posti a breve distanza l'uno dall'altro è più intensa che da un foro più grande della stessa area. Qui vale la legge di Stefan secondo la quale l'evaporazione non dipende dall'area del foro, ma dal suo diametro. Diversi fori di piccolo diametro hanno un campo di diffusione significativamente più grande di uno grande, perché la circonferenza totale dei fori piccoli è molto maggiore della circonferenza di un foro grande; qui agisce il cosiddetto effetto bordo.

D'altra parte, la traspirazione può essere regolata modificando il grado di apertura degli stomi, e quindi l'intensità dell'evaporazione dell'umidità attraverso di essi.

La traspirazione relativa è solitamente, a seconda delle condizioni, da 0,5 a 0,8. Se consideriamo che gli stomi costituiscono l'1% della superficie evaporata per 100 cm2 di foglia, l'intensità della traspirazione non è cento volte inferiore, ma solo del 50-20% inferiore all'evaporazione dalla superficie consolidata.

Progresso. La determinazione viene solitamente effettuata in condizioni di laboratorio con germogli o foglie di geranio. Viene tagliata una foglia adulta con un lungo picciolo, che viene tagliata 1 cm sott'acqua in modo che le bolle d'aria non penetrino nei vasi e posta in provette riempite con acqua stabilizzata o bollita. La provetta e il foglio devono essere asciutti.

Dopo aver abbassato lo stelo, la superficie dell'acqua nella provetta viene riempita con 1-2 gocce di olio vegetale per eliminare l'evaporazione dalla superficie libera dell'acqua. La provetta viene sospesa mediante un gancio metallico alla sospensione della trave di equilibrio e pesata con una precisione di 0,01 g.

Dopo la pesatura posizionare le provette con la foglia in varie condizioni:

illuminazione intensa, aria umidificata (una campana di vetro satura di vapore acqueo da un panno umido), sotto un ventilatore acceso, in una camera buia e controllo (condizioni della stanza). Dopo 30 minuti pesare nuovamente. La differenza di peso mostra la quantità di acqua evaporata dalla superficie fogliare in un dato periodo di tempo.

L'area del foglio è determinata dal metodo del peso, che si basa sulla proporzionalità diretta tra il peso e l'area della carta (a condizione che abbia la stessa densità). Per fare ciò, un quadrato con un'area di 100 cm2 (10 10 cm) viene ritagliato da carta sottile (preferibilmente un foglio di quaderno a scacchi) e pesato. Sullo stesso foglio viene poi adagiata la foglia di geranio oggetto dello studio, se ne traccia il contorno con una matita e si ritaglia. Anche questo circuito è ponderato. Dai dati ottenuti viene elaborata una proporzione e viene trovata l'incognita, vale a dire zona fogliare.

Conoscendo l'area del quadrato (P) della sua area nota S (100 cm2) e la massa della lamiera tagliata (P1) di area sconosciuta (S1), trovare quest'area utilizzando la formula:

Per determinare l’intensità della traspirazione si ricalcola la quantità di acqua traspirata per unità di superficie fogliare (1 m2) utilizzando la formula:

dove: n – quantità di acqua evaporata in grammi;

S – area fogliare;

t è la durata dell'esperimento in minuti;

60 – fattore di conversione da minuti a ore;

10000 – fattore di conversione da cm2 a m2.

Insieme alla determinazione della traspirazione, nelle stesse condizioni viene determinata l'evaporazione dalla superficie dell'acqua libera (IS). Per fare questo, l'acqua viene versata nelle piastre Petri e nello stesso tempo viene determinata anche la perdita di peso. Dopo aver misurato il diametro della tazza, calcolarne l'area e quindi l'evaporazione dell'acqua da 1 m2 in 1 ora utilizzando la formula sopra riportata. Calcolare l'area della capsula Petri utilizzando la formula S = R La traspirazione relativa (RT) è determinata dal rapporto tra traspirazione ed evaporazione dell'acqua dalla superficie libera:

Confronta la traspirazione relativa in diverse condizioni.

Una volta completato il lavoro, viene tenuto un registro delle pesate e dei calcoli e i risultati vengono inseriti in una tabella.

Condizioni ambientali in una provetta 1. controllo 2. luce 3. vento 4. atmosfera umida Annotare le conclusioni analizzando la dipendenza dell'intensità della traspirazione e della traspirazione relativa nelle diverse condizioni, fornire una spiegazione. ragioni del loro cambiamento.

Materiali e attrezzature: bilance tecniche da laboratorio, pesi, provette con ganci fissati a filo, geranio con foglie ben sviluppate, forbici, cristallizzatore con acqua, olio vegetale, pipetta, piastre Petri, campana di vetro montata su vetro con un panno umido per l'aria umidificazione, da tavolo una lampada con lampada a incandescenza da 100 W o lampada fluorescente a luce bianca, un ventilatore, un regolatore di tensione, forbici, carta da lettere o un foglio di quaderno a quadretti, un righello, una matita, una calcolatrice.

Lavoro 15. Determinazione dello stato di apertura degli stomi su diversi lati di una foglia utilizzando il metodo del cloruro di cobalto. Il grado di apertura degli stomi determina non solo l'intensità della traspirazione, ma influenza anche processi importanti come la fotosintesi e la respirazione, in cui lo scambio di gas avviene attraverso gli stessi organi: gli stomi. Pertanto, è importante conoscere il grado di apertura stomatica. Il metodo più semplice per determinare l'apertura degli stomi è il metodo del cloruro di cobalto.

Progresso. Asciugare dei dischi di carta al cloruro di cobalto delle dimensioni di una foglia su una piastra elettrica finché non appare un colore blu brillante e applicarlo immediatamente su entrambi i lati della foglia (o direttamente sulla pianta). Le cartine al cloruro di cobalto vanno tenute con una pinzetta, senza toccarle con le dita, perché potrebbero lasciare macchie rosa.

Per eliminare l'effetto dell'umidità atmosferica, serrare con cura il foglio insieme alla carta appoggiata su di esso tra due lastre di vetro e fissarle con anelli di gomma.

Osservare il cambiamento di colore della carta al cloruro di cobalto e registrare il risultato.

Realizzare sezioni dell'epidermide superiore ed inferiore della foglia esaminata (o di un'altra foglia della stessa pianta), esaminarle al microscopio e contare il numero di stomi su ciascun lato nel campo visivo. Trarre conclusioni sulle ragioni della diversa intensità di traspirazione sui lati superiore e inferiore della foglia di una determinata pianta e sulla relazione tra traspirazione stomatica e cuticolare.

Materiali e attrezzatura: foglie fresche di ortensia o tradescantia, ecc., quadrati o dischetti di carta al cloruro di cobalto del diametro di 5 cm, bicchieri quadrati 5 5 cm, orologio, microscopio, vetrini e coprioggetti, pinzetta, contagocce con acqua, lametta di sicurezza , aghi per dissezione, anelli di gomma per fissare i vetri su un lenzuolo, un fornello elettrico, vetrini e vetrini coprioggetto.

Preparazione della carta al cloruro di cobalto. La carta da filtro o i filtri sottili smorzati vengono immersi in una cuvetta con una soluzione di cloruro di cobalto (5 g di CoCl2 vengono sciolti in 100 ml di acqua) per un minuto ed essiccati fino alla comparsa di un colore blu. Tagliare le cartine in quadrati o dischi D 5 cm e conservare in essiccatore sopra cloruro di calcio. Prima di utilizzarle nell'esperimento, tenere le cartine di cloruro di cobalto sopra un fornello elettrico riscaldato finché non appare un colore blu brillante.

Lavoro 16. Osservazione dei movimenti stomatici al microscopio Lo scambio di gas tra gli spazi intercellulari della foglia e l'atmosfera esterna è regolato dagli stomi. Ciascuno stoma è costituito da due cellule di guardia, in cui le pareti adiacenti alla fessura stomatica sono molto ispessite, mentre le parti esterne del guscio rimangono sottili. Lo spessore disuguale delle pareti esterne ed interne delle cellule di guardia porta al fatto che quando cambia il turgore, le cellule di guardia sono in grado di piegarsi o raddrizzarsi, aprendo o chiudendo la fessura stomatica. Il meccanismo dei movimenti stomatici si basa su fenomeni osmotici. Quando le cellule di guardia degli stomi sono sature d'acqua, si allungano, la parte ispessita non si allunga, ma si piega ancora di più verso l'interno, gli stomi si aprono, quando si perde acqua, il turgore diminuisce, le cellule di guardia si raddrizzano e le fessure stomatiche si chiudono . Pertanto, il grado di apertura degli stomi può servire come criterio per il contenuto di acqua nella foglia e determinare i tempi di irrigazione delle piante.

Progresso. Prima dell'esperimento, le piante devono essere ben annaffiate e tenute in piena luce per 1,5-2 ore in modo che gli stomi si aprano. Preparare una sezione dell'epidermide di una foglia di una pianta, posizionarla su un vetrino e osservare al microscopio il grado di apertura degli stomi, quindi immergere la sezione in una goccia di soluzione di glicerolo al 5% su un vetrino, coprire coprirlo con un vetrino coprioggetto e iniziare immediatamente l'osservazione al microscopio. Il fenomeno della plasmolisi si osserva sia nelle cellule di guardia che in altre cellule dell'epidermide. Le fessure stomatiche si chiudono.

Dopo un po 'di tempo (dopo 15 minuti), a causa del fatto che il glicerolo inizia a penetrare attraverso il citoplasma nella linfa cellulare, si verifica la deplasmolisi e gli stomi si aprono.

Sostituire la glicerina con acqua posizionando una goccia d'acqua accanto al vetro di copertura e rimuovendo la glicerina con carta da filtro sull'altro lato. In questo caso, gli stomi si apriranno più ampiamente di quanto non fossero all'inizio dell'esperimento, poiché a causa della penetrazione del glicerolo nella linfa cellulare, la pressione osmotica nelle cellule di guardia è aumentata.

Disegna gli stomi in uno stato aperto e chiuso. In conclusione, spiegare le ragioni dei movimenti stomatici.

Materiali e attrezzature: piante di Tradescantia e amaryllis preparate per l'esperimento, soluzione di glicerina al 5%, lama di rasoio di sicurezza, pinzette, aghi da dissezione, bacchetta di vetro, microscopio, vetrini e coprioggetto, un bicchiere d'acqua, strisce di carta da filtro.

Lavoro 17. Determinazione della carenza d'acqua nelle piante La mancanza di umidità nel terreno a disposizione della pianta sconvolge l'equilibrio idrico, in cui le radici non hanno il tempo di garantire pienamente il processo di traspirazione e si verifica la carenza d'acqua. La mancanza di umidità nei tessuti fogliari modifica lo stato dei biocoloidi cellulari, il che porta a danni alla struttura del protoplasto, interrompe l'attività di tutti gli enzimi, il che porta senza dubbio a disordini metabolici nella pianta, diminuisce la fotosintesi e aumenta la respirazione, con una violazione dell'accoppiamento di ossidazione e fosforilazione, riducendo l'efficienza della respirazione. L'indicatore della carenza idrica viene utilizzato come indicatore dell'intensità del metabolismo idrico delle piante. La carenza d'acqua si riferisce alla differenza tra il contenuto di acqua nei tessuti fogliari al momento dell'osservazione e dopo che le cellule sono completamente sature d'acqua. In condizioni naturali, non si osserva praticamente la completa saturazione delle foglie e, nella maggior parte dei casi, la carenza d'acqua varia dal 5 al 15% quando il contenuto d'acqua è sufficiente nel terreno e fino al 30-35% quando ne manca una certa quantità. . Il primo livello è considerato uno stato normale e il secondo è considerato una carenza profonda. L'indicatore è ben correlato all'approvvigionamento idrico delle piante.

Progresso. Tagliare 1-2 foglie da ciascuna pianta e pesarle immediatamente senza piccioli, con l'approssimazione di 0,01 g, e metterle in un cristallizzatore con acqua per 30-60 minuti per saturarle con acqua. Successivamente, asciugare le foglie tra due fogli di carta da filtro asciutta fino a quando l'umidità visibile non viene rimossa e pesare. La differenza di peso delle foglie tra il peso dopo e prima della saturazione, espressa in percentuale, sarà un indicatore di carenza idrica.

Il confronto del grado di carenza idrica di piante di diversi gruppi ecologici, o con vari adattamenti anatomici e morfologici per ridurre la traspirazione, può servire in una certa misura come indicatore della loro resistenza alla temporanea carenza di umidità nel suolo. Registra i risultati nella tabella.

Terreno umido con carenza Trarre conclusioni sul grado di carenza d'acqua e spiegarne le differenze nelle diverse piante.

Materiali e attrezzature: piante di geranio, coleus, ibisco cinese, di cui una pianta ben irrigata, l'altra tenuta per 4-5 giorni senza irrigazione, bilancia da laboratorio, pesi, cristallizzatore con acqua, pinzette, carta da filtro, forbici.

Argomento: NUTRIZIONE DELL'ARIA DELLE PIANTE Lavoro 18. Proprietà chimiche dei pigmenti delle foglie verdi La fotosintesi potrebbe avvenire solo a condizione della formazione di pigmenti in grado di assorbire l'energia luminosa, convertirla nell'energia degli elettroni eccitati e trasferirla a reazioni chimiche con stoccaggio in la sostanza organica risultante. L'intensità della fotosintesi e la produttività delle piante dipendono dalla composizione qualitativa e quantitativa dei pigmenti fogliari e dalle loro proprietà, sia chimiche che fisiche.

Nei cloroplasti di una foglia verde sono inclusi due tipi di pigmenti: verde: clorofille aeb; e giallo: caroteni e xantofille. Il principale pigmento funzionante, che non solo assorbe energia, ma svolge anche il processo di fosforilazione fotosintetica, è la clorofilla a, i restanti pigmenti trasferiscono solo l'energia assorbita alla clorofilla a, e quindi sono ausiliari, parte dell'antenna, o luce- raccolta, complessi.

Per natura chimica, le clorofille sono esteri dell'acido dicarbossilico clorofillina e di due alcoli - metanolo e alcol fitolo insaturo monoidrico, e appartengono ai pigmenti lipidici, come caroteni e xantofille, i carotenoidi sono idrocarburi insaturi, le xantofille sono derivati ​​contenenti ossigeno dei carotenoidi.

Progresso. Versare 2-3 ml di estratto alcolico in quattro provette ed eseguire i seguenti esperimenti.

a) Separazione dei pigmenti secondo Kraus (solubilità dei pigmenti in solventi organici).

Aggiungere un volume leggermente maggiore di benzina e 2-3 gocce di acqua all'estratto alcolico dei pigmenti (in modo che l'alcol si mescoli con la benzina). Chiudere la provetta con il tappo o con il pollice, agitare energicamente più volte, posizionarla su un portaprovette e lasciarla riposare. Se la separazione dei pigmenti non è sufficientemente netta (entrambi gli strati sono colorati di verde), è necessario aggiungere altra benzina e continuare ad agitare. Se la soluzione inferiore risulta torbida (per eccesso di acqua), aggiungere un po' di alcol e agitare leggermente. Nota il colore dello strato inferiore di alcol e dello strato superiore di benzina, disegna e indica la distribuzione dei pigmenti.

Trarre conclusioni sui diversi gradi di solubilità dei pigmenti nell'alcool e nella benzina. Lo strato superiore verde della benzina contiene clorofilla a e b. Lo strato inferiore, alcolico, ha un colore giallo dorato.

Questa è una xantofilla, essendo un alcol bibasico, è quasi insolubile nella benzina e rimane nell'alcol. Per quanto riguarda il carotene, la conclusione corretta può essere tratta confrontando i risultati di questo esperimento con quelli successivi.

b) La reazione di saponificazione della clorofilla con alcali.

A 2–3 ml di estratto alcolico di pigmenti in una provetta, aggiungere 4–5 gocce di una soluzione alcalina al 20% (NaOH), chiudere con un tappo di gomma e agitare accuratamente affinché avvenga la reazione di saponificazione. Versare quindi un uguale volume di benzina nella provetta, agitare nuovamente energicamente e lasciare riposare. Nota il colore degli strati di alcol e benzina e lo schizzo. Indicare la distribuzione dei pigmenti.

Annotare la reazione di saponificazione della clorofilla, a seguito della quale vengono eliminati gli alcoli metilico e fitolo e l'acido bibasico della clorofillina forma un sale sodico.

I sali dell'acido clorofillico sono di colore verde, ma differiscono dalla clorofilla in quanto i sali sono idrofili e insolubili nella benzina, trasformandosi in alcol, come gli alcoli fitolo e metanolo. La benzina (strato superiore) acquisisce un colore giallo-arancio, caratteristico del carotene, che è più solubile nella benzina.

Alla fine dell'esperimento, disegna il colore degli strati, indicando la distribuzione dei pigmenti al loro interno.

c) Ottenere la feofitina e ripristinare il legame organometallico.

La clorofilla è una porfirina di magnesio. Ma l'atomo di magnesio è trattenuto relativamente debolmente nel nucleo porfirinico della clorofilla e, sotto l'azione degli acidi, viene facilmente sostituito da due protoni di idrogeno, il che porta alla perdita del colore verde e alla formazione di feofitina, una sostanza marrone.

Prendere 4 provette con un estratto alcolico di pigmenti e aggiungere 2-3 gocce di acido cloridrico al 10% a tre provette e agitare. Il risultato è una sostanza bruno-olivastra - feofitina - un prodotto della sostituzione del magnesio nella molecola della clorofilla con due atomi di idrogeno. La sostituzione di un protone di Mg elimina il legame organometallico nella molecola della clorofilla, che determina il colore verde.

Reintrodurre il magnesio e ripristinare il colore verde è molto difficile. Ma il legame organometallico, sebbene con qualche difficoltà che richieda energia aggiuntiva, può essere ripristinato aggiungendo sali di acidi deboli di zinco o rame alla feofitina.

Per fare questo, aggiungi diversi cristalli di acetato di zinco nella terza provetta con feofitina sulla punta di un bisturi e acetato di rame nella quarta provetta e porta ad ebollizione su una lampada ad alcool. Se il colore non cambia, aggiungere un po' più di acetato di zinco o rame e continuare a riscaldare. Si noti il ​​cambiamento di colore dovuto al ripristino del legame organometallico (gli atomi di zinco e rame occupano il posto dove prima si trovava il magnesio), il colore verde viene ripristinato e il rame dona una tinta bluastra, a differenza dello zinco.

Pertanto, il colore delle clorofille è dovuto ai legami organometallici nelle loro molecole.

Scrivi l'equazione per questa reazione, disegna il colore della feofitina e dei derivati ​​della clorofilla di zinco e rame.

Materiali e attrezzature: estratto alcolico di clorofilla, alcol etilico 96%, benzina, soluzione NaOH 20%, HCl 10%, acetato di zinco, acetato di rame, supporto con 6 provette, portaprovette, lampada ad alcool, fiammiferi, matite colorate, filtro carta.

Ottenere un estratto alcolico. Macinare foglie fresche di ibisco cinese o aspidistra, o altre piante, metterle in un mortaio, aggiungere CaCO3 sulla punta di un bisturi (per neutralizzare gli acidi della linfa cellulare) e un po' di sabbia di quarzo pura. Macinare bene, aggiungendo un po 'di alcool etilico, ungere l'esterno della malta con vaselina e versare la soluzione verde scuro risultante lungo una bacchetta di vetro in un imbuto con filtro di carta e filtrare. La clorofilla può anche essere estratta da un altro solvente polare: l'acetone; i solventi non polari etere di petrolio, esano, benzina, che non interrompono i legami dei pigmenti con le proteine, non possono estrarre la clorofilla dalle foglie, sebbene siano più solubili in esse che nell'etile alcol.

Lavoro 19. Proprietà ottiche della clorofilla e dei pigmenti gialli I pigmenti vegetali assorbono la parte visibile dello spettro, compresa nell'intervallo 380–720 nm, chiamata radiazione fotoattiva o PAR. I pigmenti assorbono la parte visibile dello spettro non completamente, ma selettivamente, cioè adattandosi all'assorbimento delle parti dello spettro più efficaci per la fotosintesi. Ogni pigmento ha il proprio spettro di assorbimento caratteristico. Per la clorofilla a e b, lo spettro di assorbimento ha due massimi pronunciati nei raggi rossi a 660 e 640 nm e nei raggi blu-violetto a 430 e 450 nm. Il carotene e la xantofilla vengono assorbiti solo nella parte blu-viola dello spettro. Va ricordato che i massimi di assorbimento dello spettro dipendono dalla natura del solvente e dall'interazione delle molecole di clorofilla tra loro e con gli altri componenti della membrana: lipidi e proteine. Pertanto, per la molecola di clorofilla situata nei cloroplasti, il massimo di assorbimento del rosso viene spostato in una regione di lunghezza d'onda (nm) più lunga rispetto alla clorofilla nell'alcol etilico (660–663 nm). Per determinare lo spettro di assorbimento viene utilizzato uno spettroscopio. La posizione delle bande scure nello spettro determina quali raggi vengono assorbiti dal pigmento in esame. L'ampiezza dello spettro di assorbimento dipende anche dalla concentrazione del pigmento o dallo spessore dello strato di clorofilla nella cuvetta.

Progresso. Versare la soluzione di prova dei pigmenti in una provetta e fissare la provetta nella gamba del supporto o tenerla con la mano davanti alla fessura dello spettroscopio. Studiare gli spettri di assorbimento di soluzioni di clorofilla, carotene, xantofilla. Soluzioni di carotene e xantofilla si ottengono da un estratto alcolico di clorofilla mediante la reazione di Kraus e la reazione di Kraus inversa (saponificazione della clorofilla).

Disegna gli spettri e dipingi le aree assorbite con il nero e le aree visibili con matite colorate.

Soluzione di pigmento Clorofilla Carotene Xantofilla Colore della clorofilla alla luce trasmessa. Versare l'estratto alcolico in un cilindro graduato da 50 ml per 1/3–1/2 ed esaminare i raggi passanti in controluce. Sotto tale illuminazione, l'estratto alcolico ha un colore verde smeraldo, perché... la clorofilla non assorbe i raggi verdi dello spettro, che conferiscono alla clorofilla il suo colore verde. I restanti raggi che non vengono assorbiti sono arancioni, gialli e blu e sono sovrapposti al verde. Ecco perché la foglia è verde.

Colorazione della clorofilla concentrata o in strato spesso alla luce trasmessa. Il colore di uno strato concentrato o spesso di soluzione di clorofilla di un estratto alcolico alla luce trasmessa ha un colore rosso granato, dovuto all'assorbimento di tutti i raggi dello spettro, ad eccezione di quelli rossi estremi con una lunghezza d'onda superiore a 700 n , la cui energia quantistica è insufficiente per le reazioni fotochimiche. Sono vicini ai raggi termici infrarossi e il loro assorbimento provocherebbe il surriscaldamento delle foglie. Per eseguire questo lavoro, posizionare lo stesso cilindro con un estratto alcolico di clorofilla con la sua base sopra la sorgente luminosa, ricoprendo le pareti del cilindro con carta scura o premendolo con le mani ed esaminandolo a luce trasmessa. L'estratto alcolico in questo caso avrà un colore rosso granato (il colore del succo di melograno).

Fluorescenza della clorofilla. Il colore della fluorescenza della clorofilla viene visualizzato alla luce riflessa. L'essenza della fluorescenza è che la luce viene emessa da una molecola di clorofilla eccitata. L'assorbimento di un quanto di luce è accompagnato dalla transizione di uno degli elettroni ad un livello energetico più elevato. Di conseguenza, si forma uno stato singoletto elettronicamente eccitato della molecola di clorofilla. In questo caso, a seconda della linea assorbita dello spettro dei raggi rossi o blu-viola aventi energie quantiche diverse, l'elettrone raggiunge diversi livelli di singoletto. Quando assorbe i raggi rossi, raggiunge il primo livello di singoletto (S1). Quando viene assorbita la luce blu con un’energia quantica più elevata, l’elettrone entra nel secondo livello di singoletto più alto (S2). Riportando l'elettrone al precedente livello fondamentale (So), nel quale stato eccitato la molecola di clorofilla è stata trasferita dal quanto assorbito, alla fine passa al livello vibrazionale più basso del primo stato di singoletto (S1), la cui energia nei tilacoidi dei cloroplasti viene utilizzato per le reazioni fotochimiche. Nell'estratto alcolico l'elettrone ritorna nella sua posizione originale (S0), emettendo energia sotto forma di fluorescenza. Poiché ciò avviene a livello dei raggi rossi, indipendentemente dalla lunghezza d'onda della luce che eccita la clorofilla, la fluorescenza della clorofilla sarà sempre nella parte rossa dello spettro. Solo le clorofille aeb emettono fluorescenza; i carotenoidi non hanno questa capacità.

Per eseguire il lavoro di determinazione della fluorescenza della clorofilla, prendere lo stesso cilindro con un estratto alcolico di clorofilla e posizionarlo su uno sfondo scuro vicino a una fonte di luce ed esaminarlo dal lato della luce riflessa. L'estratto di clorofilla sarà rosso scuro (il colore non è rosso puro, ma con una sfumatura marrone, rosso mattone). Ciò indica che la clorofilla ha la capacità di fluorescenza. La clorofilla emette sempre fluorescenza solo alla luce rossa. Grazie alla capacità di fluorescenza della clorofilla, è in grado di assorbire e convertire l'energia luminosa attraverso il processo di fotosintesi.

Materiali e attrezzature: estratto alcolico di clorofilla, soluzioni di carotene e xantofilla ottenute dalla separazione dei pigmenti; spettroscopio, carta scura, sorgente luminosa (lampada da tavolo), supporto con morsetto, supporto per provette, foglio di carta nera, matite colorate.

Lavoro 20. Effetto fotosensibilizzante della clorofilla L'essenza della fase luminosa della fotosintesi è l'ossidazione dell'acqua in ossigeno molecolare utilizzando l'energia luminosa assorbita dalla clorofilla. Gli elettroni rilasciati in questo caso vengono trasferiti attraverso una catena di portatori intermedi al NADP, che viene ridotto a NADPH2. Inoltre, durante il trasferimento degli elettroni, parte dell'energia viene spesa per la formazione di ATP, cioè per la fosforilazione fotosintetica.

Nel trasferimento di elettroni dall'acqua al NADP sono coinvolti due sistemi di pigmenti che contengono diverse forme di clorofilla e differiscono nei massimi di assorbimento nella parte dello spettro a lunga lunghezza d'onda.

Il risultato finale della fotoossidazione dell'acqua è il rilascio di ossigeno molecolare e la formazione di composti ricchi di energia e potere riducente - ATP e NADPH2, necessari per la successiva riduzione dell'anidride carbonica. In questo processo la clorofilla agisce come fotosensibilizzatore che assorbe l'energia luminosa e la dirige verso reazioni fotochimiche, con trasferimento di elettroni e protoni.

Il ruolo fotosensibilizzante della clorofilla può essere dimostrato nelle reazioni modello proposte da M.M. Krasnovsky, con un pigmento isolato dalle piante, in cui sono modellate le relazioni donatore-accettore e le reazioni redox del processo di fotosintesi con la partecipazione della clorofilla, in cui l'acqua viene ossidata come donatore del protone di idrogeno e l'anidride carbonica viene ridotta da un protone come suo accettore. Per fare ciò, l'acido ascorbico viene preso come fonte (donatore) di idrogeno ed elettroni, e il rosso metile viene preso come accettore di idrogeno ed elettroni, che, in presenza di clorofilla, aggiunge idrogeno e si riduce a un composto leuco incolore. L'acido ascorbico viene ossidato ad acido deidroascorbico.

dove: AKN2 – acido ascorbico;

DHAA – acido deidroascorbico;

MK – rosso metile;

MKN2 è un leucoforma del rosso metile.

Questa reazione è facile da osservare perché è associata alla colorazione del rosso metile, mentre il colore della clorofilla rimane invariato. La descrizione della reazione può essere rappresentata schematicamente.

Progresso. Prendere 4 provette: alle prime tre aggiungere 2 ml di estratto di clorofilla e alla quarta 2 ml di alcool. Aggiungere acido ascorbico cristallino nella seconda, terza, quarta provetta fino a saturazione. L'acido ascorbico non disciolto si deposita sul fondo. Aggiungere gocce di una soluzione satura di rosso metile in ciascuna provetta fino alla comparsa di una colorazione rosso-marrone. Posizionare la 1a, 2a e 4a provetta in un rack alla luce, illuminandole con una lampada elettrica da 100 W, e la 3a al buio. Dopo 10-15 minuti, nota il cambiamento di colore.

A causa della riduzione, il rosso metile si scolorisce gradualmente e riappare il colore verde della clorofilla. Nella prima provetta, a seguito della riduzione, il rosso metile si scolorisce e la soluzione diventa verde. Nelle restanti provette il colore non cambia, poiché senza luce, acido ascorbico o clorofilla il rosso metile non si riduce.

Chl + MK + light Chl + MK + AK + light Chl + MK + AK + dark Sp + MK + AK + light Risultato Alla fine dell'esperimento, disegna le provette con il colore cambiato in una delle opzioni, indicando la composizione della soluzione e delle condizioni di illuminazione (o annotare il risultato nella tabella), trarre una conclusione sulle condizioni per l'attività fotosensibilizzante della clorofilla.

Materiali e attrezzature: estratto di clorofilla, acido ascorbico cristallino, rosso metile (soluzione satura), alcool al 96%, lampada da tavolo con lampadina da 100 watt, provette, portaprovette, pipette da 2 ml o cilindro graduato da 10 ml, spatola.

Lavoro 21. L'influenza delle condizioni esterne sull'intensità della fotosintesi La fotosintesi come processo fisiologico è associata non solo alle condizioni interne: la sua intensità cambia con i cambiamenti dei fattori esterni: luce, temperatura, contenuto di anidride carbonica, nutrizione minerale, ecc.

Per dimostrare l'intensità della fotosintesi, è possibile utilizzare piante acquatiche (elodea, hornwort) utilizzando il metodo di conteggio delle bolle di ossigeno rilasciato.

Alla luce, nelle foglie avviene il processo di fotosintesi, il cui prodotto è l'ossigeno, che si accumula negli spazi e nei vasi intercellulari.

Quando si taglia uno stelo, il gas in eccesso viene rilasciato attraverso il taglio sotto forma di un flusso di bolle, la cui velocità di rilascio dipende dall'intensità della fotosintesi. Sebbene questo metodo non determini quantitativamente la produttività della fotosintesi, mostra chiaramente il cambiamento nell'intensità della fotosintesi a seconda dell'influenza di fattori esterni.

Progresso. Metti un rametto di elodea o hornwort con un punto di crescita intatto in un fossato con acqua e, sott'acqua, aggiorna il taglio con un rasoio, facendo un taglio obliquo. Collocarlo quindi in una provetta con acqua, precedentemente arricchita con anidride carbonica, sciogliendo una piccola quantità di soda NaHCO3 (sulla punta di una spatola), verso il basso con il punto di crescita, lasciando una distanza di 1 cm dal taglio alla superficie dell'acqua per contare le bollicine rilasciate dal taglio. Posizionare la provetta su un supporto vicino alla fonte luminosa e attendere finché le bolle non fuoriescono in modo uniforme per un certo periodo di tempo. Questo ramo può essere utilizzato per l'esperimento. Se le bolle sono grandi e indugiano sul taglio, è necessario premere leggermente la punta del taglio con una pinzetta o rinnovare il taglio sott'acqua. In tutte le varianti dell'esperimento, il tempo dovrebbe essere lo stesso.

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